Manuel de prélèvement - TOURNAI - IT. Manuel de prélèvement 2018 - CHwapi
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TOURNAI
Manuel
de prélèvement
IT. Manuel de prélèvement 2018 1/23
Préface
Ce manuel de prélèvement à été rédigé à l’intention des centres de prélèvements liés au
laboratoire d’analyses médicales du CHwapi, ainsi qu’aux infirmiers et médecins de
l’institution et aux médecins extérieurs collaborant avec nous.
Il fournit les indications nécessaires à la réalisation optimale des prélèvements de biologie
clinique, depuis l’accueil du patient jusqu’à l’envoi des échantillons au laboratoire.
La phase pré-analytique est déterminante pour le bon déroulement des phases analytique
et post analytique. Elle est garante de la qualité du résultat des analyses de biologie
clinique.
Les trois phases sont schématisées ci-après.
IT. Manuel de prélèvement 2018 2/23
IT. Manuel de prélèvement 2018 3/23
Assurance qualité
Le laboratoire d’analyses médicales du CHwapi, ainsi que son personnel s’est engagé dans
une démarche qualité, qui respecte les exigences des normes et arrêtés royaux belges, ainsi
que la norme internationale ISO 15189, propre aux laboratoires de biologie médicale.
Tous les membres du CHwapi sont soumis au secret professionnel, la clinique fait figurer
cette obligation dans le règlement de travail.
Le principe général de la politique qualité de notre laboratoire est la satisfaction des
patients, chacun étant pris en charge de manière équitable et sans discrimination.
L’objectif est d’assurer une fiabilité des résultats d’analyses, au profit des patients, des
prescripteurs et des cliniciens responsables des soins prodigués à ces patients.
Le laboratoire ne prend pas la responsabilité de traiter des échantillons qui ne
sont pas correctement identifiés ou dont l’identification ne concorde pas à la
demande.
IT. Manuel de prélèvement 2018 4/23
Table des matières
1. Centres de prélèvement --------------------------------------------------------------------------- 6
2. Accueil du patient dans nos centres de prélèvement ----------------------------------- 7
3. Prescription médicale ------------------------------------------------------------------------- 8
4. Préparation du matériel de prélèvement -------------------------------------------- 9
5. Préparation du patient ------------------------------------------------------------------------- 10
5.1. Patient ----------------------------------------------------------------------------------- 10
5.2. Préleveur ----------------------------------------------------------------------------------- 10
6. Réalisation du prélèvement ---------------------------------------------------------------- 11
6.1. Prélèvement sanguin ---------------------------------------------------------------- 11
6.1.1. Voies de prélèvement sanguin --------------------------------------------- 11
6.1.2. Facteurs influençant la qualité du prélèvement -------------------------- 11
6.1.3. Réalisation du prélèvement veineux --------------------------------------------- 13
6.1.4. Ordre de prélèvement des tubes --------------------------------------------- 17
6.2. Prélèvement d’urine ---------------------------------------------------------------------- 18
6.2.1. Sédiment – culture ----------------------------------------------------------------- 18
6.2.2. Urine nourrisson ----------------------------------------------------------------- 18
6.2.3. Urine de 24H --------------------------------------------------------------------------- 18
6.3. Prélèvement de selles ----------------------------------------------------------------- 19
6.4. Prélèvement de microbiologie -------------------------------------------------------- 20
7. Conditionnement, stockage et transfert des échantillons --------------------------- 21
8. Protection du personnel et élimination des déchets ------------------------------------- 22
8.1. Mesure de protection ------------------------------------------------------------------ 22
8.2. En cas d’accident --------------------------------------------------------------------------- 22
8.3. Elimination des déchets ------------------------------------------------------------------ 23
9. Annexes ------------------------------------------------------------------------------------- 23
Annexe 1 : Fiche technique ponction sanguine
Annexe 2 : Collecte des urines de 24 heures
Annexe 3 : Collecte des selles de 24 heures
Annexe 4 : Gestion des déchets
IT. Manuel de prélèvement 2018 5/23
1. Les centres de prélèvement du CHwapi
Prise de rendez-vous : 069/ 33.30.00
Site Notre-Dame
Avec ou sans rendez-vous
Semaine : 7h00 – 17h00
Samedi : 7h30 – 12h00
Adresse : rue de l’Arsenal – Bloc G – 7500 Tournai
Une « boite de dépôt de prélèvements » est accessible 24h sur 24 à l’entrée
principale du laboratoire.
Site Union
Avec ou sans rendez-vous
Semaine : 7h00 – 17h00
Samedi : 7h30 – 12h00
Adresse : rue des sports, 51 – 7500 Tournai
Site IMC
Sans rendez-vous
Semaine : 7h00 – 10h45
Samedi : 8h00 – 10h45
Adresse : Chaussée de Saint-Amand, 80 – 7500 Tournai
Site Péruwelz
Sans rendez-vous
Semaine : 8h00 – 12h00
Samedi : 8h30 – 10h00
Adresse : rue de Sondeville – 7600 Péruwelz
Le service de prise de rendez-vous du CHwapi est accessible de 8h à
17h, du lundi au vendredi.
IT. Manuel de prélèvement 2018 6/232. Accueil du patient dans nos centres de prélèvement
Le laboratoire est accessible pour les personnes à mobilité réduite. Pour les
malvoyants ou personnes désorientées, un accompagnateur bénévole est présent
(sur demande) à l’accueil central.
Des places de stationnement sont à disposition des patients, sur chacun des sites.
Au centre de prélèvement, le patient se présente spontanément ou sur rendez-vous,
au guichet, muni d’une prescription médicale.
La secrétaire de l’accueil vérifie la signalétique du patient (carte d’identité, adresse,
médecin traitant, …), ainsi le respect des conditions de prélèvement (à jeun, au
calme, …)
Elle édite des vignettes avec l’identité du patient.
Un ordre de passage est établi pour les patients sans rendez-vous. Une priorité est
accordée aux personnes ayant un rendez-vous, aux enfants et aux urgences
éventuelles.
Consentement libre et éclairé du patient : Le patient a la possibilité de refuser
certaines analyses ou procédures (en l’absence de contrainte et après avoir reçu
une information claire). Lorsqu’il se présente volontairement avec une ordonnance
et se soumet aux procédures de prélèvement, le consentement est implicite.
IT. Manuel de prélèvement 2018 7/233. Prescription médicale
Sur la prescription médicale doivent figurer :
o L’identification du patient :
Nom, prénom, date de naissance, sexe
Adresse
Renseignements mutuelle
o L’identification du prescripteur :
Nom, prénom, numéro d’INAMI
Adresse (envoi des protocoles), téléphone ou fax
Signature et cachet
Date de rédaction de la prescription
Renseignements cliniques éventuels
o Les analyses à réaliser
o Date (et heure) de prélèvement
o L’existence d’une éventuelle médication (héparine, antibiotiques, …) ou
d’informations cliniques (antécédents familiaux, ascendance du patient,
contagion,…)
o Le degré d’urgence, si pertinent.
Ces informations sont utilisées pour différencier les homonymes, lier le patient à ses
antériorités et attribuer des valeurs de références adaptées (hommes, femmes,
enfants). Trois identifiants minimum sécurisent le processus.
« Bien vous identifier,
pour plus de sécurité »
IT. Manuel de prélèvement 2018 8/234. Préparation du matériel de prélèvement
Le matériel nécessaire à la réalisation du prélèvement sera préparé avant le début de
la ponction. Le prélèvement doit être effectué sans interruption (sauf malaise) et
sans laisser le patient seul.
Identifier chaque tube et/ou récipient en collant la vignette d’identification ou en
notant nom, prénom, date de naissance du patient ou. Laisser le niveau de
remplissage visible.
L’absence ou l’erreur d’identification du prélèvement constitue un critère de non-
conformité et est enregistré comme tel dans le système qualité du laboratoire, il
peut entraîner la non exécution des actes (groupes sanguins, compatibilités, …)
Dans le cas d’une ponction sanguine,
o choisir le matériel de prélèvement adéquat.
o Choisir le matériel auxiliaire (antiseptique, compresses, gants stériles, garrot,
seringues, tensiomètre)
o En cas de doute, le préleveur peut s’informer auprès du laboratoire.
Respecter les normes d’hygiène et de sécurité entre chaque patient.
Utiliser le container et les sacs adéquats pour l’élimination des déchets.
IT. Manuel de prélèvement 2018 9/235. Préparation du patient
5.1. Patient
Doit être installé confortablement (en position assise ou couchée), lors de la ponction
sanguine, avec le bras en appui sur le bord du lit ou sur un support garantissant un
maximum de stabilité.
Dans une pièce adaptée, calme et propre.
5.2. Préleveur
Doit être habilité à effectuer des prélèvements (sanguins).
Doit connaître les risques biologiques liés à ces actes.
Doit avoir une présentation correcte et une bonne hygiène.
Doit être organisé, rapide et efficace.
Doit montrer une attitude professionnelle (calme, rassurante et réservée). Il est
important de prendre le temps :
d'expliquer au patient, de façon rassurante et simple l’acte et le but de
l’examen (en fonction des analyses prescrites).
de préciser le nombre d’échantillons nécessaires car une grande série est
parfois impressionnante pour le patient qui a le plus souvent tendance à
surestimer la quantité réelle de sang prélevée, ce qui peut l'inquiéter
d'autant plus s'il considère le sang comme le symbole de la vie.
de rassurer le patient quant à la reconstitution de la masse sanguine
prélevée.
Doit revérifier l’identité du patient en lui demandant de décliner son nom, prénom,
date de naissance et comparer ces données à celles qui figurent sur chaque
échantillon.
Doit s’assurer des conditions de prélèvement et connaitre les facteurs influençant la
qualité du prélèvement sanguin.
Doit tenir une conduite en cas de malaise du patient, probablement due à l’anxiété
et/ou au jeûne :
o Rassurer le patient.
o Arrêter le prélèvement et faire comprimer le point de ponction par le patient.
o Retenir l’attention du patient pour éviter la perte de conscience.
o Attendre que le patient revienne à lui et noter l’incident sur la prescription.
o Syncope vagale : allonger le patient et surélever ses jambes.
IT. Manuel de prélèvement 2018 10/236. Réalisation du prélèvement
Tout prélèvement doit être Identifié
6.1. Prélèvement sanguin
6.1.1. Voies de prélèvement sanguin
Ponction veineuse > décrite dans ce manuel
Ponction artérielle (gaz sanguins) > acte médical.
Ponction capillaire (glycémie, goutte épaisse) > se référer à la procédure des
POCT (point of care test)
6.1.2. Facteurs influençant la qualité du prélèvement
a) L’alimentation
Analyses à effectuer à jeun (c.à.d. n’avoir consommé ni liquide, excepté de l’eau, ni
solide, depuis minuit) :
Glucose à jeun
Insuline à jeun
C peptide à jeun
cholestérol
∆Triglycérides > 12 heures de jeûne.
Urée, phosphore, fer
Acide folique
Enzymologie (phosphatase alcaline)
b) L’exercice musculaire
Demander au patient de s'abstenir de tout effort musculaire violent pendant les 24
heures qui précèdent le prélèvement, car il y a des risques d'observer des
modifications temporaires des CPK, protéines, lipides, lactate, bicarbonates…
c) Le stress
Il faut toujours mettre le patient dans des conditions permettant le maximum de
détente car un stress intense peut altérer les taux de cortisol, des hormones de
croissance et thyroïdiennes, du glucose et des triglycérides
d) Les rythmes biologiques
L'existence des rythmes circadiens justifie la nécessité d'effectuer, idéalement, des
prélèvements à des moments précis de la journée pour certaines hormones comme
IT. Manuel de prélèvement 2018 11/23le cortisol par exemple ou des heures définies ( le plus souvent 8 heures du matin )
pour d'autres paramètres comme les phosphatases alcalines, fer, potassium, calcium,
magnésium et phosphates
e) La position du sujet
Il conviendrait, pour obtenir des résultats standardisés, d'imposer au patient une
position couchée de 15 minutes avant le prélèvement.
En position couchée, le volume plasmatique augmente légèrement et par cet effet, le
taux des constituants biologiques peu diffusibles diminue (ex: protéines, lipides)
f) Le garrot
Il faut serrer modérément le garrot car une stase trop importante entraîne, entre
autre, une augmentation de la pression veineuse en amont, par conséquent le
plasma diffuse dans les liquides extra -cellulaires et extra -vasculaires et l’on risque
dès lors des modifications artificielles des dosages des GR, GB, plaquettes,
hématocrite, hémoglobine, lipides …
Idéalement, le garrot doit être placé le temps nécessaire pour permettre
l'introduction de l'aiguille de prélèvement dans la veine.
g) La récolte de sang
Certaines analyses nécessitent des conditionnements contenant au préalable un
anticoagulant bien spécifique et d'autres pas; il faut donc bien s'assurer que les tubes
sélectionnés correspondent aux analyses demandées et que les volumes
correspondants soient suffisants et adéquats .On veillera a une bonne
homogénéisation, prudente, du sang dans les tubes pour une répartition correcte de
l’adjuvant présent dans les tubes.
D’autres analyses (de coagulation en particulier) sont sensibles au facteur tissulaire
libéré lors de la ponction sanguine et récolté dans le premier tube prélevé. Ce
premier tube ne devrait jamais servir à ces analyses spécifiques (cf ordre de
prélèvement des tubes)
h) L’hémolyse
L'hémolyse (libération de l’hémoglobine contenue dans les globules rouges) est une
source d'erreurs ou d'imprécisions dans les dosages.
Causes : parmi les plus fréquentes, on peut citer :
Aiguille de calibre insuffisant > utiliser des aiguilles standard, prévues pour les
prélèvements.
Agitation trop violente d'un sang prélevé sous anticoagulant.
En cas de prélèvement à la seringue, rejet trop brutal du sang dans le tube
pour analyses.
IT. Manuel de prélèvement 2018 12/23 Ponction dans un hématome.
Vitesse d’aspiration trop rapide. Laisser les tubes se remplir de façon
capillaire.
Effets possibles:
augmentation des taux de potassium, magnésium, phosphates, LDH, CPK
(ces constituants étant à un taux plus élevé dans les GR que le plasma)
interférence de l'hémoglobine dans les méthodes de dosage colorimétriques.
activité de la lipase inhibée par l'hémoglobine.
i) Transport
Les conditions de transport (chaleur élevée ou trop basse) et les délais
d’acheminement trop longs interfèrent dans la qualité des prélèvements.
6.1.3. Réalisation du prélèvement veineux
o Désinfecter avec un solution hydro-alcoolique :
Le garrot
Les mains (entre chaque patient)
o Demander au patient de relâcher le bras. Appliquer le
garrot 10 cm au dessus du point de ponction. Serrer
modérément le garrot.
o Choisir et palper la veine à ponctionner. Repérer le trajet de la veine afin de
pouvoir enfoncer l’aiguille correctement.
o Vérifier le site de ponction en fixant la veine et en appliquant des petites
pressions avec l’index. La veine doit pouvoir être palpée et pas seulement
vue.
o Désinfecter le site de ponction et patienter 30 sec pour que la zone sèche.
o Oter la protection de l’aiguille et piquer avec la main dominante sous un
angle inférieur à 30°, biseau en haut, parallèlement à la veine.
o Desserrer le garrot lors du premier tube.
o Maintenir et immobiliser l’aiguille pendant le remplissage.
o Introduire les tubes de prélèvement avec la main non dominante, selon un
ordre précis et jusqu’au trait. Se référer au paragraphe 6.1.4 : «Ordre de
prélèvement des tubes »
o Enlever le tube du corps de prélèvement et le mélanger immédiatement par
retournements lents.
o Retirer l’aiguille et comprimer le point de ponction avec un tampon sec
(minimum 1 minute – 3 minutes si le patient est sous anti-coagulant) pour
éviter un hématome. Appliquer un pansement.
IT. Manuel de prélèvement 2018 13/23o Eliminer immédiatement le matériel souillé dans les containers adéquats.
o Le préleveur doit s’assurer que le patient va bien et qu’il est apte à quitter la
cabine.
o Désinfecter avec la solution hydro-alcoolique les mains et le garrot.
o NE JAMAIS TRANSVASER LE SANG D’UN TUBE A L’AUTRE.
o Rassembler les tubes dans un sac plastique fermé, accompagnés de la
prescription.
o Envoyer le tout, au laboratoire de biologie clinique, en respectant les délais
d’acheminement, les conditions de transport et la sécurité du personnel.
o Incident :
Après un essai infructueux, toujours changer d’aiguille
Changer de bras s’il faut recommencer la ponction veineuse.
Veine transpercée = hématome
Défaut d’asepsie = risque d’infection
Douleur importante = voisinage d’un nerf ; changer l’orientation de
l’aiguille ou recommencer.
Ne jamais prélever au niveau d’un hématome, œdème, fistule,
cicatrice, dans le bras du coté d’une intervention chirurgicale ou
curetage ganglionnaire.
o Prélèvements pour tests d’hémostase :
Visualiser le trait de remplissage figurant sur les tubes citratés et le
respecter rigoureusement lors du prélèvement.
Si le tube est mal rempli, l’éliminer et recommencer le prélèvement.
Si uniquement tests d’hémostase, faire un premier prélèvement, le
jeter et prélever un second tube pour analyses.
Acheminer les tubes au laboratoire aussitôt le prélèvement terminé.
o Prélèvements difficiles
Masser légèrement le bras en allant du poignet vers le garrot.
!!! éviter le pompage (faire ouvrir et fermer la main énergiquement),
l’exercice musculaire modifiant les résultats d’analyse.
o Hémocultures
Les flacons d’hémoculture sont stériles et leur remplissage doit faire l'objet de
conditions très strictes d'asepsie de la part de l'infirmière lors du
prélèvement.
Hémoculture = ensemencement d'un milieu de culture au moyen d'une
certaine quantité de sang en vue d'une recherche microbienne pour déceler
IT. Manuel de prélèvement 2018 14/23un état septicémique ou bactériémique afin d'isoler un germe, de l'identifier
et d'étudier sa sensibilité aux différents antibiotiques
Ces prélèvements s'effectuent lors des pics thermiques si possible avant
l'administration d'antibiotiques et sont répétés à intervalles réguliers étant
donné le caractère transitoire des bactériémies ; idéalement on effectue trois
prélèvements à des endroits différents.
En cas de suspicion d'endocardite procéder à des prélèvements répétés quelle
que soit la température, A chaque fois on prélève deux flacons ; l’un pour la
culture aérobie, l’autre destiné à la culture anaérobie.
Ne jamais oublier que les conditions d'asepsie doivent être très strictes car la
contamination des échantillons par des germes cutanés (staphylocoques
blancs, microcoques, corynebacteries, propionibacterium … ) constitue l'écueil
majeur des hémocultures .
o Choix des veines
Donner la préférence aux veines du pli du coude, qui sont souvent
d’un calibre satisfaisant et aisément accessibles.
Les veines de la main sont plus fines et souvent plus fragiles.
IT. Manuel de prélèvement 2018 15/23Veines du pli du coude
1 : Veine radiale
superficielle
2 : Veine médiane
3 : veine ulnaire
superficielle (ex
veine cubitale
superficielle)
4 : Veine médiane
céphalique
5 : veine médiane
basilique
6 : veine céphalique
7 : Veine basilique
Veines de la face dorsale de la main
1 : Veine ulnaire
superficielle (ex
veine cubitale
superficielle)
2 : Veine ulnaire
accessoire (ex
veine cubitale
accessoire)
3 : Veine radiale
superficielle
4 : Arcade
IT. Manuel de prélèvement 2018 16/23
palmaire6.1.4. Ordre de prélèvement des tubes
Avec hémocultures
Sans hémoculture
Rouge et jaune : tube sec (sans anticoagulant)
Bleu : tube à citrate de sodium
Vert : tube à héparinate de lithium
Mauve : tube EDTA tripotassique
Gris : tube à fluorure de sodium
Tube citrate
Si un seul tube citrate est prélevé, un tube sans additif (Sec) doit être prélevé en
première position. Il est important d’éliminer le volume d’air contenu dans la tubulure
pour permettre un remplissage adéquat du tube citrate. Laisser le tube se remplir
complètement, marquer une pause avant de retirer le tube afin de laisser s’écouler le
mince filet de sang qui assure le remplissage complet du tube.
Un tube citrate doit toujours être rempli jusqu’au trait.
Si le tube est trop rempli, risque de concentration du sang ou de début de
coagulation.
Si le tube n’est pas assez rempli, risque de dilution du sang.
→ Dans les deux cas, les résultats sont erronés.
Ne jamais prélever de tube héparine, EDTA ou fluoré avant un tube citrate, afin d’éviter
toute contamination de l’aiguille, avec l’additif (anticoagulant)
IT. Manuel de prélèvement 2018 17/236.2. Prélèvement d’urine (mi-jet)
6.2.1. Sédiment – culture
Se laver correctement les mains.
Procéder à une toilette soigneuse (eau-savon) du méat ou de la région
vulvaire.
Eliminer le premier jet d’urine dans les toilettes.
A mi-jet, uriner dans le récipient ad-hoc.
Identifier le prélèvement et l’amener le plus rapidement possible au
laboratoire. En cas de délai supérieur à 2h, conserver les urines à 4°C,
pendant maximum 24H.
Si un antibiogramme est prescrit sur les urines, la toilette intime doit être
complétée par une désinfection à l’hibidil.
6.2.2. Urine nourrisson
Réaliser une toilette intime eau-savon.
Désinfecter à l’Hibidil.
Placer le sachet collecteur « Urinocol Paediatric »
Attendre que le nourrisson urine.
A partir de 16h, les infirmières placent le sachet collecteur « Urinocol »
vidangeable, afin que les parents puissent récolter eux même l’urine, dans un
récipient stérile et l’amener rapidement au laboratoire.
Si l’enfant va à selles, renouveler l’opération afin d’éviter une contamination
de l’urine par les selles.
6.2.3. Urine de 24H (voir annexe 2)
Le matin, au lever, vider la totalité de la vessie dans les toilettes.
Tout de suite, noter la date et l’heure (sur le récipient de 2 litres fourni par le
laboratoire) > point de départ de la collecte ;
Recueillir toutes les urines de la journée et de la nuit jusqu’au lendemain
matin, à la même heure que la veille.
Conserver le récipient au frais, durant toute la durée de la collecte.
Apporter la collecte au laboratoire le plus rapidement possible.
Certaines analyses nécessitent une collecte sur acide chlorhydrique. Dans ce
cas, ne jamais uriner directement dans le récipient, sous risque de brûlure par
éclaboussures.
Ne jamais utiliser une collecte de 24H pour une culture et un sédiment
urinaire.
IT. Manuel de prélèvement 2018 18/236.3. Prélèvement de selles
Analyse Matériel Remarques Acheminement
Conservation
Coproculture Flacon stérile (disponible à Avant antibiothérapie. Maximum 12H, à
l’accueil du laboratoire) température
ambiante
Parasites Flacon stérile (disponible à / Maximum 12H, à
l’accueil du laboratoire) température
ambiante
Recherche Flacon standard / Le jour même, à
sang température
ambiante
Steatocrite Flacon standard Recherche de graisse dans /
un échantillon.
Stéatorhée Pots blancs (disponible à Recherche de graisses Acheminer
l’accueil du laboratoire) dans selles de 24H. rapidement à la fin
Recueillir les selles de la collecte.
pendant 24H consécutives. Conserver dans un
(voir annexe 3) endroit frais durant
toute la collecte.
IT. Manuel de prélèvement 2018 19/236.4. Prélèvement de microbiologie
Analyse Matériel Remarques Acheminement
conservation
Frottis de plaie, pus Ecouvillon Si la plaie suppure, Rapidement,
standard prélever le pus. température ambiante.
Si pas, écouvillonner
fermement au bord
de la lésion.
Frottis ORL (œil, nez, gorge, Ecouvillon Prélever avant Rapidement,
oreille, bouche) standard antibiothérapie température ambiante.
Frottis génital (vulve, verge, Ecouvillon / Rapidement,
col, sperme) standard température ambiante.
Frottis urétral Ecouvillon Prélever au niveau du Très rapidement,
standard méat urinaire. température ambiante.
Pour la recherche de
chlamydia
trachomatis et
Neisseria
gonorrhoeae, milieu
de transport
spécifique. (orange),
disponible au
laboratoire.
Mycoplasme, milieu
de transport
spécifique, disponible
au laboratoire.
Phanère (cheveux, ongles, Flacon / Rapidement,
squames) stérile température ambiante.
Cathéter Flacon / Rapidement,
stérile température ambiante.
Expectoration et aspiration Flacon / Rapidement,
bronchique stérile température ambiante.
L’ensemencement des
expecto ou ASB pour la
détection des
pneumocoques, DOIT se
faire dans un délai
maximum de 2h après le
prélèvement.
Ponctions Flacon / Très rapidement,
stérile température ambiante.
IT. Manuel de prélèvement 2018 20/237. Conditionnement, stockage et transfert des échantillons
Le délai de transfert des échantillons au laboratoire conditionne la qualité des
résultats de l’analyse.
Il doit se faire le plus rapidement possible, à l’abri des variations de températures,
afin d’assurer son intégrité. Les conditions spéciales de transport et de conservation
sont indiquées sur nos prescriptions ou disponibles sur demande au secrétariat du
laboratoire, au numéro :
069/ 25.86.50
Conservation provisoire de l’échantillon :
En règle générale, conserver les échantillons à température ambiante.
En cas de canicule, ne pas exposer les prélèvements sanguins, fécaux et urinaires à de
hautes températures, mais les conserver au réfrigérateur.
!!! Ne jamais mettre les hémocultures au réfrigérateur.
Le conditionnement de l’échantillon doit assurer la sécurité du personnel (coursiers,
secrétaires et laborantins). Il est recommandé de signaler une contagion éventuelle
et de fermer hermétiquement le prélèvement.
IT. Manuel de prélèvement 2018 21/238. Protection du personnel et élimination des déchets
Tout prélèvement doit être considéré comme potentiellement
infectieux
8.1. Mesures de protection
Port de gants (recommandé)
Asepsie des mains entre chaque patient et chaque soin.
Élimination immédiate de l’aiguille dans le container adéquat, lors d’une ponction
sanguine.
Nettoyage des surfaces éventuellement souillées (surfa’safe – Anios, linge de
protection, ...)
8.2. En cas d’accident…
Toute blessure survenant dans le cadre du travail, au cours de manipulations de
matériel biologique ou de matériel contaminé par un échantillon biologique, est
soumise aux instructions générales en vigueur dans le cadre de la protection du
personnel de la clinique.
La victime en fait immédiatement la déclaration au directeur du laboratoire ou à son
remplaçant et respecte la procédure éditée par le DRH, disponible sur l'intranet de la
clinique "procédure accident du travail".
En premier secours, après une piqûre ou une blessure, la plaie doit être lavée et
désinfectée. Après une projection sur les muqueuses (conjonctives), procéder à un
rinçage.
IT. Manuel de prélèvement 2018 22/238.3. Elimination des déchets
L’élimination des déchets contaminés doit être immédiate. Ne jamais laisser
d’aiguille usagée sur la table de prélèvement.
Les aiguilles et objets contondants doivent être manipulées sans précipitation et
éliminées directement dans un conteneur spécial, identifiable par le pictogramme
« risque biologique ».
Une fois remplis, ces containers doivent être scellés avant transport pour
élimination.
Les autres types de déchets contaminés (papier, sparadrap, compresses, ...) doivent
être éliminés dans les sacs poubelle prévus à cet effet.
9. Annexes
Annexe 1 : Fiche technique ponction sanguine
Annexe 2 : Collecte des urines de 24 heures
Annexe 3 : Collecte des selles de 24 heures
Annexe 4 : Gestion des déchets
IT. Manuel de prélèvement 2018 23/23Vous pouvez aussi lire
