Étude d'un concept novateur de culture du fraisier en buttes semi-permanentes : évaluation d'un substrat adapté - Mémoire Olfa Haddaoui Maîtrise ...

Étude d’un concept novateur de culture du fraisier en
 buttes semi-permanentes : évaluation d'un substrat
 adapté

 Mémoire

 Olfa Haddaoui

 Maîtrise en biologie végétale - avec mémoire
 Maître ès sciences (M. Sc.)

 Québec, Canada

 © Olfa Haddaoui, 2020

Étude d’un concept novateur de culture du fraisier
 en buttes semi-permanentes : évaluation d’un
 substrat adapté

 Mémoire

 Olfa Haddaoui

 Sous la direction de :

 Yves Desjardins, directeur de recherche
 Martine Dorais, codirectrice de recherche

 i

Résumé

La culture de la fraise est l’une des productions fruitières les plus répandues dans le monde.
Ce petit fruit se cultive dans toutes les provinces du Canada et le Québec est considéré
comme le leader canadien en matière de production de fraises. En revanche, la présence
récurrente de maladies telluriques, comme le flétrissement verticilien (Verticillium
dahliae), limite la productivité des fraisiers en plein champ. Les fumigants constituent à ce
jour, la solution la plus efficace pour lutter contre cet agent pathogène. Ces biocides
affectent toutefois l’équilibre biologique du sol et peuvent être nocifs pour l’environnement
et les populations avoisinantes. Afin de surmonter ce problème, la production du fraisier
dans des systèmes de culture hors-sol avec des substrats appropriés pourrait permettre
d’éliminer l’utilisation de fumigants. Cette étude a été réalisée afin d’évaluer la
performance de trois substrats tourbeux pour la culture des fraisiers remontants en hors-sol
au champ et de comparer la croissance et la productivité du fraisier cultivé en hors-sol au
champ à celles en plein sol après une et deux années d’utilisation du substrat. Les résultats
ont démontré qu’il est possible de doubler les rendements pour tous les traitements en hors-
sol comparativement au traitement témoin en sol fumigé. Des différences significatives
entre les traitements hors-sols et le témoin ont également été observées pour la croissance
des plants de fraisiers. Cependant, aucune différence de croissance n’a été observée entre
les trois substrats tourbeux. Des diminutions du rendement total, vendable ainsi que du
calibre de fruits ont été mesurées pour les substrats réutilisés plus d’une fois par rapport aux
substrats vierges. Cette différence s’explique principalement par des changements des
propriétés physiques des substrats. Une diminution de la macroporosité et une
augmentation de la capacité en contenant ont été observées avec les substrats réutilisés.
Finalement, les substrats utilisés pour la culture hors-sol ont présenté une différence
significative par rapport à la culture traditionnel en plein sol pour la majorité des
paramètres mesurés.

 ii

Table des matières

Résumé................................................................................................................................... ii

Table des matières ............................................................................................................... iii

Liste des tableaux ................................................................................................................. v

Liste des figures ................................................................................................................... vi

Remerciements ................................................................................................................... viii

Introduction .......................................................................................................................... 1

Chapitre 1 : Revue de littérature ........................................................................................ 2
 1.1. Les différents types de fraisiers ............................................................................... 2
 1.2. La culture hors-sol ................................................................................................... 5
 1.2.1. Les différents types de substrats ....................................................................... 5
 1.2.1.1. Les substrats inorganiques ............................................................................ 6
 1.2.1.2. Les substrats organiques ............................................................................... 7
 1.2.2. Les propriétés des substrats ................................................................................... 8
 1.3. Effet de la culture hors-sol sur le rendement, la croissance et la qualité des fruits 15
 1.4. Hypothèses et objectifs .......................................................................................... 18

Chapitre 2 : Matériel et méthodes .................................................................................... 19
 2.1. Site expérimental ....................................................................................................... 19
 2.2. Substrat ...................................................................................................................... 19
 2.2.1. Propriétés physico-chimiques ............................................................................. 20
 2.3. Matériel végétal ......................................................................................................... 24
 2.4. Dispositif expérimental .............................................................................................. 25
 2.5. Climat......................................................................................................................... 26
 2.6. Mesure des paramètres édaphiques ............................................................................ 27
 2.6.1. Mesure de la tension du sol ................................................................................. 27
 2.6.2. Analyse minérale du lixiviat ............................................................................... 27
 2.6.3. Caractérisation physique des substrats ................................................................ 27
 2.7. Mesure de la croissance et la biomasse...................................................................... 28
 2.8. Rendement et qualité des fruits .................................................................................. 29
 2.9. Analyses statistiques .................................................................................................. 30

 iii

2.9.1. Année 2017 ......................................................................................................... 30
 2.9.2. Année 2018 ......................................................................................................... 30

Chapitre 3 : Résultats ......................................................................................................... 31
 3.1 Année 2017 ............................................................................................................ 31
 3.1.1. Effet des substrats de culture sur le taux de lessivage, le pH et la conductivité
 électrique du lixiviat ...................................................................................................... 31
 3.1.2. Effet des substrats de culture sur la croissance............................................... 31
 3.1.3. Effet des substrats de culture sur la biomasse des plantes. ............................. 34
 3.1.4. Effet des substrats de culture sur la productivité et la qualité des fruits ........ 36
 3.2. Année 2018 ................................................................................................................ 39
 3.2.1. Effet des substrats sur le taux de lessivage, le pH et la conductivité électrique . 39
 3.2.2. Effet des substrats de culture sur la croissance ................................................... 39
 3.2.3. Effet des substrats de culture sur la biomasse ..................................................... 44
 3.2.4. Effet des substrats de culture sur la productivité et la qualité des fruits ............. 46
 3.3. Caractéristiques physiques des substrats ............................................................... 49
 3.4. Relation entre les variables mesurées ........................................................................ 52

Chapitre 4 : Discussion ...................................................................................................... 55
 4.1. Effet des substrats de culture et mini-tunnel sur la croissance, la biomasse, la
 productivité et la qualité des fraisiers ............................................................................... 55
 4.2. Effet de la réutilisation des substrats de culture sur la croissance, la biomasse, la
 productivité et la qualité des fraisiers ............................................................................... 58
 4.3. Effet de la réutilisation sur les paramètres physiques de substrats ........................ 60

Conclusion ........................................................................................................................... 62

Bibliographie ....................................................................................................................... 64

Annexes ................................................................................................................................ 72

 iv

Liste des tableaux

Tableau 1 : Caractéristiques des tourbes et de la fibre de coco. ............................................. 8
Tableau 2 : Distribution des particules selon leur diamètre pour quatre substrats. .............. 10
Tableau 3 : Paramètres physiques de neuf substrats de culture. ........................................... 11
Tableau 4 : Evolution de la conductivité hydraulique saturée de la fibre de coco, de l'écorce
de pin, de la tourbe et de la fibre de bois, au début (T0) et à la fin (Tfinal) de la culture. ...... 13
Tableau 5: Capacité d'échange cationique (CEC) des substrats organiques et inorganiques.
 .............................................................................................................................................. 14
Tableau 6: Propriétés physiques initiales des trois substrats tourbeux. ................................ 22
Tableau 7: Propriétés chimiques initiales des substrats........................................................ 23
Tableau 8 : Composition minérale des solutions nutritives utilisées en µL L-1. .................. 25
Tableau 9 : Pourcentage de lessivage, pH et conductivité électrique des différents
substrats D1 avec et sans mini-tunnel, D2 et D3. ................................................................. 32
Tableau 10 : Résultats de l’ANOVA pour le nombre de feuilles, le nombre de hampes
florales, le nombre et le diamètre de couronnes. .................................................................. 32
Tableau 11 : Rendement total, rendement vendable, rendement non vendable et
pourcentage de fruits vendables des fraisiers cultivés sur différents substrats de culture, D1,
D2, D3, D1 avec mini-tunnel et en plein sol fumigé au cours de la saison 2017. ................ 37
Tableau 12 : Calibre et teneur en sucres des fruits des plants cultivés sur les substrats de
culture, D1, D2, D3, D1 avec mini-tunnel et en plein sol au cours de la saison 2017. ........ 38
Tableau 13 : Résultats de l’ANOVA pour le pourcentage de lessivage, le pH et la
conductivité électrique (CE) du lixiviat des substrats de culture. ........................................ 39
Tableau 14 : Pourcentage de lessivage, pH et conductivité électrique (CE) du lixiviat des
trois substrats de culture, D1, D2 et D3. ............................................................................... 40
Tableau 15 : Résultats de l’ANOVA pour le nombre de feuilles, le nombre de hampes
florales et le nombre et diamètre de couronnes. ................................................................... 40
Tableau 16 : Résultats de l’ANOVA pour la biomasse aérienne fraîche et sèche et la
biomasse racinaire fraîche et sèche. ..................................................................................... 44
Tableau 17 : Résultats de l’ANOVA pour le rendement total, le rendement vendable,
pourcentage vendable et calibre des fruits. ........................................................................... 47
Tableau 18 : Rendement total, rendement vendable, pourcentage vendable et calibre des
fruits des fraisiers cultivés sur les substrats D1, D2 et D3. .................................................. 48
Tableau 19 : Rendement total, rendement vendable, pourcentage vendable et calibre des
fruits en fonction du nombre d’années d’utilisation du substrat, 1 an et 2 ans. ................... 48
Tableau 20 : Résultats de l’ANOVA pour les caractéristiques physiques des substrats. ..... 50
Tableau 21 : Porosité totale, eau disponible, eau facilement disponible, eau non disponible
et la masse volumique apparente des substrats D1, D2 et D3. ............................................. 52
Tableau 22 : Porosité totale, eau disponible, eau facilement disponible, eau non disponible
et densité apparente pour les substrats vierges (1 an) et réutilisés (2 ans). .......................... 52

 v

Liste des figures

Figure 1 : Courbes de rétention d’eau au début (T0) et à la fin d’une expérience selon
différentes stratégies d’irrigation (−1 kPa, −10 kPa, −30 kPa) pour la tourbe et la fibre de
bois (Michel et Kerloch, 2017). ............................................................................................ 12
Figure 2 : Culture hors-sol sur butte surélevée. .................................................................... 20
Figure 3: Distribution des particules des substrats, D1, D2 et D3. ...................................... 22
Figure 4 : Représentation schématique du dispositif expérimental en 2017 (A) et 2018 (B).
.............................................................................................................................................. 26
Figure 5 : Nombre de feuilles des fraisiers cultivés sur les différents substrats D1 avec et
sans mini-tunnel, D2, D3 et en plein sol fumigé (SF), pour la saison 2017. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 33
Figure 6 : Nombre de hampes florales des fraisiers cultivés sur les différents substrats D1
avec et sans mini-tunnel, D2, D3 et en plein sol fumigé (SF), pour la saison 2017. Les
barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .......................................................... 33
Figure 7 : Nombre de couronnes/plant de fraisiers cultivés sur les différents substrats D1
avec et sans mini-tunnel, D2, D3 et au plein sol fumigé (SF), pour la saison 2017. Les
barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .......................................................... 34
Figure 8 : Diamètre de couronnes des fraisiers cultivés sur les différents substrats D1 avec
et sans mini-tunnel, D2, D3 et au plein sol fumigé (SF), pour la saison 2017. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 35
Figure 9 : A) Biomasse aérienne fraîche B) Biomasse aérienne sèche des fraisiers cultivés
sur les différents substrats D1 avec et sans mini-tunnel, D2, D3 et au plein sol fumigé (SF),
pour la saison 2017. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .................. 35
Figure 10 : A) Biomasse racinaire fraîche B) Biomasse racinaire sèche des fraisiers cultivés
sur les différents substrats D1 avec et sans mini-tunnel, D2, D3 et au plein sol fumigé (SF),
pour la saison 2017. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .................. 36
Figure 11 : Effet linéaire de la porosité d’air initiale du substrat sur le rendement total en
fruits, au cours de la saison 2017.......................................................................................... 38
Figure 12 : Effet des années d’utilisation du substrat (1 an, 2 ans) et des trois substrats de
culture D1, D2 et D3 et du témoin sol fumigé (SF) sur le nombre de feuilles. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 41
Figure 13 : Effet des années d’utilisation du substrat (1 an, 2 ans) et des trois substrats de
culture D1, D2 et D3 et du témoin (SF) sur le nombre de hampes florales. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 41
Figure 14 : Effet des années d’utilisation du substrat (1 an, 2 ans) et des trois substrats de
culture D1, D2 et D3 et du témoin sol fumigé (SF) sur le nombre de couronnes. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 43
Figure 15 : Effet des années d’utilisation du substrat (1 an, 2 ans) et trois des substrats de
culture D1, D2 et D3 et du témoin sol fumigé (SF) sur le diamètre de couronnes. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 43

 vi

Figure 16 : Effet des années d’utilisation du substrat (1an, 2ans) et des trois substrats de
culture D1, D2 et D3 et le témoin sol fumigé (SF) sur la biomasse aérienne fraîche (A) et
sèche (B). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .................................. 45
Figure 17 : Effet des années d’utilisation du substrat (1 an, 2 ans) et des trois substrats de
culture D1, D2 et D3 et du témoin sol fumigé (SF) sur la biomasse racinaire fraîche (A) et
sèche (B). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .................................. 46
Figure 18 : Effet des années d’utilisation du substrat (1 an, 2 ans) et des trois substrats de
culture D1, D2 et D3 et du témoin (SF) sur la teneur en sucres des fruits. Les barres
représentent la moyenne ± erreur type (n = 4)...................................................................... 49
Figure 19 : Capacité en air des substrats D1, D2 et D3 vierges (1 an) et réutilisés (2 ans).
Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). ................................................... 50
Figure 20 : Capacité en contenant des substrats D1, D2 et D3 vierges (1 an) et réutilisés (an
2). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4). .............................................. 51

 vii

Remerciements

J’aimerais remercier mon directeur de recherche Yves Desjardins et ma co-directrice
Martine Dorais pour vos conseils précieux, votre confiance, vos encouragements et votre
disponibilité. Je veux aussi remercier André Gosselin pour être le premier à m’accepter en
tant qu’étudiante de deuxième cycle.

À Linda Gaudreau, qui m’a guidé tout au long de mes expériences d’été, je transmets ma
gratitude. Son enthousiasme et sa personnalité aimable ont été appréciés durant tout le long
de mes études de deuxième cycle.

Je remercie également l’équipe de la ferme Fraises de l'Île d'Orléans inc. qui m’a aidé tout
au long de mes expériences lors de l’été et sans laquelle je n’aurai pas été capable de faire
ce projet. Je tiens à souligner mon appréciation à Annie Van Sterthem, pour son
dévouement d’une rareté exceptionnelle pour les projets des étudiants. Son aide, ses
conseils ont été grandement appréciés et m’ont fait davantage aimer mon expérience ici au
Québec.

Je tiens à remercier les partenaires du projet, CRSNG, la ferme Fraises de l'Île d'Orléans
inc, Berger. Sans leur soutien financier, ce projet n’aurait jamais eu lieu.

J’aimerais aussi exprimer ma reconnaissance à la Mission universitaire de la Tunisie en
Amérique du Nord (MUTAN) pour m’avoir donné la chance de poursuivre mes études de
deuxième cycle à l’Université Laval et pour leur support financier.
J'offre ce mémoire à toute ma famille, à mon amour, à mes amis et à mon pays, la Tunisie.
C'est grâce à vous tous que je termine ma maîtrise avec plein de bonheur et de réussite.

 viii

Introduction
La production mondiale de fraise est en constante augmentation depuis 25 ans.
En 1990, cette production se chiffrait à plus de deux millions de tonnes et a atteint plus de 8
millions de tonnes en 2014. Les 10 plus importants pays producteurs mondiaux
représentent plus de 80 % de la production mondiale, les trois principaux pays producteurs
en 2014 étant la Chine, les États-Unis et le Mexique avec respectivement une production de
3 801 865 tonnes, 1 420 570 tonnes et 468 248 tonnes de fraises (FAOSTAT, 2014). Le
Canada occupe la 34e place dans la production mondiale de la fraise (FAOSTAT, 2014). En
2017, la production canadienne se chiffrait à 31 275 tonnes (Statistique Canada, 2017a).
Les deux principales provinces productrices, le Québec et l’Ontario, produisent
respectivement 17 600 et 7 524 tonnes annuellement soit 80 % de la production canadienne
(Statistique Canada, 2017a). En 2016, la valeur à la ferme de la production de fraises était
de 128,2 millions de dollars. L'utilisation croissante des fraisiers à jours neutres avec ceux
produisant en juin, ainsi que l'utilisation des tunnels ont permis une hausse de la production
au cours des cinq dernières années (Statistique Canada, 2017b).

La production intensive de cette culture a entraîné l’accroissement d’agents pathogènes
dans le sol, comme Phytophtora spp. et Verticillium spp.. De plus, le bromure de méthyle
utilisé pour traiter ces agents pathogènes est graduellement interdit à l’échelle mondiale.
Pour pallier ces obstacles, les chercheurs ont développé la culture hors-sol du fraisier.
L’utilisation de substrats de culture résout le problème des maladies du sol et la culture
hors-sol au champ rend les opérations culturales plus agréables pour les employés, tout en
réduisant de façon importante les frais de production.

 1

Chapitre 1 : Revue de littérature

La fraise, fait partie de la famille des rosacées. Le genre Fragaria regroupe des espèces
sauvages de différents niveaux de ploïdie, soit du diploïde (fraisier des bois, F. vesca,
2n=2x=14) à l’octoploïde (F. chiloensis, F. ovalis, F. virginiana, 2n=8x=56). Une espèce
décaploïde, F. iturupensis, a très récemment été décrite (Hummer et coll., 2009). Ainsi,
parmi les espèces de fraisier, on trouve des diploïdes, des tétraploïdes, des hexaploïdes, des
octoploïdes et des décaploïdes. Le fraisier cultivé, F. X ananassa Duch., est un hybride
interspécifique issu du croisement entre deux espèces octoploïdes F. virginiana L. et F.
chiloensis L. (Hummer et coll., 2009). La fraise était en culture en Europe, ce sont les
Français qui ont commencé à introduire la fraise des bois, Fragaria vesca, au jardin de
Louvre. À cette époque, les fleurs du fraisier étaient considérées comme ornementale et ses
fruits étaient comestibles (Darrow, 1966).

 1.1.Les différents types de fraisiers

En fonction de leurs réponses photopériodiques à la floraison, les variétés de fraises
peuvent être classées en trois groupes : les variétés de jours courts, les variétés de jours
longs et les variétés aphotopériodiques ou à jours neutres.

Les variétés non-remontantes sont des plantes vivaces de jours courts dont l’induction
florale se fait vers la fin de l’été et à l’automne (Darrow, 1936) lorsque la durée du jour est
inférieure à un seuil critique d’environ 12 à 13 heures (Guérineau, 2003) associée à des
températures fraiches n’excédant pas les 15 °C (Guttridge, 1985 ; Bradford et coll., 2010).
Ces variétés fleurissent le printemps suivant en donnant une production groupée unique.
Selon l’époque de floraison on distingue des variétés précoces, de saison et tardives.

 2

La situation est encore assez confuse pour les cultivars qui produisent plus d’une récolte par
an (Sonsteby et Heide, 2007 ; Hancock et coll., 2008). Ces cultivars sont tour à tour appelés
fraises à jours neutres ou fraises à jours longs (Galletta et Bringhurst, 1990). En effet,
Durner, (1984) a distingué les fraisiers dont les fleurs sont initiées en conditions de jours
longs et les fraisiers à jours neutres qui fleurissent indépendamment de la longueur du jour
(Darrow et Waldo, 1934). Cette classification a été largement adoptée dans la littérature
(Durner, 1984 ; Nicoll et Galletta, 1987 ; Dale et coll., 2002 ; Hancock et coll., 2008 ;
Taghavi et coll., 2016).

Pour les variétés remontantes à jours longs, l’induction florale se fait lorsque la
photopériode est supérieure à 12 h et sous des températures modérées, comprises entre 15
et 20 °C (Guttridge, 1985). L’induction commence au mois d’août et le développement des
premières hampes florales peut s’achever avant l’hiver (Guérineau, 2003). Le nombre
d’inflorescences produites augmente au fur et à mesure que la durée du jour s’allonge
(Darrow, 1966).

Contrairement aux fraisiers à jours courts, qui produisent leurs fruits en juin ou plus tard
dans l'été, les fraisiers à jours neutres ou à production continue, produisent leurs fruits en
continue au cours de l’année de la plantation. Au Québec, ce type de fraise commence à
produire 6 à 7 semaines après la plantation et la production s'étale sur un minimum de 10
semaines de récolte. En effet, ces variétés à jours neutres, sont indifférentes à la longueur
du jour et aux baisses de température. L’allongement de la photopériode augmente leur
capacité d’initiation pour les températures intermédiaires (18/14°C jour/nuit) et elles
nécessitent des jours longs à haute température (30/26°C jour/nuit) (Bosc et Bardet, 2014).

 3

Le fraisier est l’une des plantes horticoles les plus cultivées et les plus répandues partout à
travers le monde, notamment en Europe et en Amérique. Toutefois, cette culture fait face à
des problèmes récurrents de maladies telluriques qui limitent la productivité au champ, et
ce, au Canada et ailleurs dans le monde (Jordan, 1971 ; Larson et Show, 1995 ; Coulombe
et coll., 2005 ; El Kaissoumi et coll., 2016). Le champignon vasculaire Verticillium dahliae,
qui se trouve dans la majorité des sols, est un pathogène majeur de la fraise cultivée. Il
possède une large gamme d'hôtes, et peut attaquer jusqu'à 300 espèces végétales
dicotylédones, dont l'artichaut, l'aubergine, le poivron, la pomme de terre et la tomate. Ce
pathogène produit différents types de symptômes, tels que des chloroses, des nécroses, des
flétrissements, des dessèchements, des rabougrissements et la mort des plantes (El
Kaissoumi et coll., 2016). Le champignon peut également entraîner une réduction de la
croissance des plants et de la productivité des cultures (Larson et Show, 1995 ; Coulombe
et coll., 2005). Les fumigants constituent à ce jour la solution la plus efficace pour lutter
contre les pathogènes du sol, puisqu’ils possèdent des propriétés antimicrobiennes,
herbicides, insecticides et nématicides (Klose et coll., 2007). Mais, l'utilisation de ces
biocides conduit souvent à l'éradication de la plupart des microorganismes bénéfiques du
sol (Wang et coll., 2014), ce qui affecte son ’équilibre biologique, en laissant une niche
écologique vide pouvant être facilement occupée ultérieurement par des microorganismes
pathogènes capables de causer des dommages importants (Gamliel et coll., 2000). Avec
l'interdiction de l’utilisation du bromure de méthyle qui découle du protocole de Montréal
signé en 2005, il devient essentiel de développer des méthodes de culture alternatives pour
remplacer la fumigation du sol au bromure de méthyle ou avec tout autre pesticide.

Afin de limiter l'utilisation de produits chimiques pour lutter contre les pathogènes du sol,
plusieurs alternatives ont été élaborées et testées. Ainsi, on peut procéder à des
biofumigation qui consiste à réduire le taux de population pathogène dans le sol. Wang et
coll. (2014) ont démontré que la biofumigation avec le tourteau de colza était efficace pour
prévenir la maladie du poivron causée par Phytophthora capsici. Le contrôle de la maladie
était principalement lié à l'augmentation de la diversité bactérienne du sol plutôt qu'à une

 4

baisse de la population de pathogènes du sol. D'autres essais conduits à l’université Laval
ont montré que l'incorporation du compost ne permettait pas de réduire l'incidence de la
verticilliose du fraisier (Bernier-English, 2009 ; Martin-Lapierre, 2011), l’incorporation de
différentes doses de compost, n’a pas eu d’effet significatif sur le rendement. Toutefois, la
biomasse aérienne des fraisiers a été réduite avec l’incorporation d’un compost biologique.

 1.2. La culture hors-sol

Pour pallier aux problèmes de maladies telluriques, la culture hors-sol avec substrat permet
d’atteindre un rendement élevé de fruits de bonne qualité (Tagliavini et coll., 2005 ;
Retamales et coll., 2007 ; Palencia et coll., 2016), même dans les zones où les conditions de
croissance sont défavorables (Grillas et coll., 2001 ; Cecatto et coll., 2013 ; Akhatou et
Recamales, 2014 ; Murthy et coll., 2017).

Ce sont les Européens qui dès la fin des années 70 ont développé la culture hors-sol pour
des espèces horticoles comme la tomate et le concombre et se sont intéressés aussi à la
production de fraises sur substrat (Guérineau, 2003 ; Lieten, 2013). La culture hors-sol est
définie comme « une méthode de culture qui n’utilise pas le sol comme milieu
d'enracinement et dans lequel les éléments nutritifs absorbés par les racines sont fournis par
l'eau d’irrigation » (Savvas et coll., 2013). Les engrais contenant les nutriments à fournir à
la culture sont dissous à la concentration appropriée dans l'eau d'irrigation et la solution
résultante est appelée « solution nutritive » (Savvas et coll., 2013). Cette définition englobe
une gamme variée de systèmes de culture sans sol. Généralement, ces systèmes sont classés
selon le type de substrat servant de support à la culture (milieu de culture artificiel, minéral
ou organique, ou un mélange des deux) et en culture hydroponique, où les racines sont en
contact avec la solution nutritive.

 1.2.1. Les différents types de substrats

Les systèmes hors-sols avec substrat ont été largement utilisés pour les cultures horticoles
dans différentes formes et tailles de contenants sous des environnements protégés, en serre,

 5

en tunnel (Carlile et coll., 2015 ; Martínez et coll., 2017) ou en plein champ (Thomas et
coll., 2013 ; Wang et coll., 2009, 2016). Les milieux de culture sont généralement classés
en matériaux organiques et inorganiques (tourbe, fibre de coco, sable, gravier, mousse de
polyuréthane, polystyrène expansé, perlite, laine de roche, vermiculite, etc.) qui ont été
largement utilisés pour la production de fraises (Guérineau, 2003 ; Recamales et coll.,
2007 ; Carlile et coll., 2015 ; Martínez et coll., 2017). En gardant à l'esprit que les
propriétés importantes des milieux de culture comprennent leurs caractéristiques
physicochimiques, les substrats peuvent être classés comme actifs (par exemple la tourbe)
ou inertes (par exemple la laine de roche et le sable).

 1.2.1.1.Les substrats inorganiques

Les substrats d’origine inorganique, sont constitués de sable, de pouzzolane, de vermiculite,
de perlite ou de laine de roche. Pour le fraisier, la laine de roche est parmi les substrats
employé en Europe et dans le reste du monde (Guérineau, 2003). Il s’agit d’une roche
d’origine volcanique. La laine de roche est conditionnée en pain recouvert d’une gaine de
plastique et offre une grande souplesse d’utilisation. Il s’agit d’un substrat dont la masse
volumique est faible (environ 0,07-0,1 g cm-3) et la porosité totale est de 92-97%. La
principale caractéristique chimique de la laine de roche est qu'elle est totalement inerte, à
l'exception de quelques effets mineurs sur le pH. Le pH initial du matériau est plutôt élevé
(7,0-8,0) et un ajustement du pH est donc requis (Gruda et coll., 2013). Ce milieu de culture
peut être réutilisé pour une culture de fraisier après avoir porté une autre culture telle que la
tomate (Guérineau, 2003).

Au cours des deux dernières décennies, la perlite est devenue un important milieu de
culture hors-sol et est utilisée seule ou en mélange avec d'autres substrats. Ce matériau
améliore l'aération et le drainage, tout en ayant une bonne rétention en eau (35% à 50% de
son volume) (Grillas et coll., 2001). La perlite est une roche volcanique silicieuse naturelle
tamisée et chauffée à 1000 °C, à ces températures, la perlite peut prendre de l’expansion de
4 jusqu’à 20 fois son volume initial (Gruda et coll., 2013).

 6

1.2.1.2.Les substrats organiques

Les milieux de cultures organiques les plus répandues sont la tourbe, la fibre de coco, le
compost, les écorces et les sciures de bois (Gruda et Schnitzler, 2006 ; Maher et coll.,
2008).

La tourbe est le substrat de culture le plus utilisé en horticulture, représentant 80 % des
milieux de culture utilisés chaque année dans l'industrie horticole européenne (Gruda,
2012). Ce substrat se forme suite à la décomposition partielle de sphaignes et de la
végétation. La composition des différents types de tourbe varie largement selon l'endroit où
elle est prélevée et le stade de décomposition. Von Post (1937) a suggéré une classification
des types de tourbe, en fonction de leur degré de décomposition. Le tableau 1 présente
quelques caractéristiques des substrats, de tourbe blonde, brune, noire et de fibre de coco.

Le pH de la tourbe augmente avec son degré de décomposition, par exemple la tourbe
blonde, a un faible degré de décomposition, et un pH acide de 3-4, alors que la tourbe noire
a un pH de 5,5-7,3 (Tableau 1) (Gianquinto et Pimpini, 2001).

La fibre de coco est considérée comme l'un des matériaux renouvelables les plus
prometteurs en tant que milieu de culture (Yau et Murphy, 2000 ; Gruda et Schnitzler,
2006; Martinez et coll., 2017) en raison de ses propriétés physicochimiques favorables à la
réussite de différentes cultures horticoles, y compris les fraises (Lopez-Medina et coll.,
2004 ; Recamales et coll., 2007 ; Martinez et coll., 2017). Selon Martinez et coll. (2017), un
substrat de culture à base de fibres de coco augmente significativement le rendement des

 7

fraises et la qualité des fruits. En général, le rendement en fruits par plante, le poids des
fruits, la fermeté, la teneur en sucres solubles et la teneur en anthocyanes étaient plus élevés
chez les plantes cultivées dans la fibre de coco que pour celles cultivées en plein sol. Des
résultats mitigés ont été obtenus pour les cultures horticoles, y compris la culture de fraise,
avec d'autres types de substrats comme le compost de blé, la sciure de bois, les déchets à
base de plantes de thym et chicorée et les écorces de bois (Recamales et coll., 2007 ;
Haghighi et coll., 2014 ; Prémont, 2015 ; Ghoreishy et coll., 2018).

Tableau 1 : Caractéristiques des tourbes et de la fibre de coco.

Caractéristiques Tourbe blonde Tourbe brune Tourbe noire Fibre de coco

Matière
organique (% 94-99 94-99 55-75 94-98
MS)

Cendre (% MS) 1-6 1-6 23-30 3-6

Porosité totale
 84-97 88-93 55-83 94-96
(%)

Capacité de
rétention d’eau 52-82 74-83 65-75 80-85
(%)

Masse volumique
 0,06-0,12 0,14-0,2 0,32-0,4 0.065-0.11
(g/ cc)

Capacité
d’échange
 100-150 120-170 80-150 60-130
cationique
(meq/100g)

Total d’azote (%) 0,5-2,5 0,5-2,5 1,5-3,5 0.5-0.6

C/N 30-80 20-75 10-35 70-80

pH 3,0-4,0 3,0-5,0 5,5-7,3 5-6.8

Degré de
 H1-H3 H4-H6 H7-H10 _
décomposition x
x
 Adapté de Gianquinto et Pimpini, 2001 ; Von Post, 1937.

1.2.2. Les propriétés des substrats

Les propriétés physiques, chimiques et biologiques des substrats sont généralement plus
favorables que celles des sols, car ces milieux de culture possèdent un complexe chimique

 8

plus facile à modifier pour un besoin nutritif particulier et sont généralement exemptes de
ravageurs et d’agents pathogènes. Les substrats possèdent également des propriétés
particulières, le drainage, l'aération, la diffusion des gaz et la rétention d’eau par rapport
aux sols (Wang et coll., 2016).

1.2.2.1. Les propriétés physiques des substrats

Lors du choix d'un substrat de culture, les caractéristiques physiques ont un impact très
important dans la réponse et la réussite de la culture. La distribution granulométrique des
particules de substrat est un paramètre physique important qui nous permet de connaître les
proportions des particules fines et grossières contenues dans chaque substrat et de mieux
comprendre plusieurs de ses propriétés, comme la porosité, la rétention en eau, l’aération
(Wallach, 2008) et la conductivité hydraulique (Abad et coll., 2005, Giuffrida et Consoli,
2016). Plusieurs études ont démontré que les propriétés physiques d’un substrat dépendent
de la distribution et de la taille des particules. La capacité de rétention d'eau facilement
disponible et la capacité de rétention d'eau totale diminuent proportionnellement à
l'augmentation de la taille des particules (Abad et coll., 2005 ; Gruda et Schnitzler, 2006).
De ce fait, il est possible de contrôler la capacité de rétention en eau par l’emploi de
particules de taille adéquate.

La granulométrie est la mesure de la dimension des particules du substrat de culture et
s’exprime sous forme d'un rapport pondéral entre les particules élémentaires de taille
différentes. Le Tableau 2 illustre la répartition des particules de quatre substrats de culture à
base de 1) fibre de coco, 2) 70 % tourbe et 30 % sciure de bois (PA25), 3) 30 % tourbe +70
% sciure de bois (PA40) et 4) un substrat commercial (écorce DE).

 9

Tableau 2 : Distribution des particules selon leur diamètre pour quatre substrats.
Diamètres des Distribution des particules selon leur diamètre (g/100g de substrat)
particules (mm) Fibre de coco PA25 PA40 Ecorce DE

>16 9,1 0,5 0,2 0,6

[16 ; 8] 2,7 2,8 1,2 4,9

[8 ; 4] 6,2 11,9 12,5 13,8

[4 ; 2] 16,9 18,8 24,5 12,5

[2 ; 1] 26,9 23,6 29,7 14,6

[1 ; 0,5] 22,5 19,7 17,4 19,3

[0,5 ; 0,25] 11,4 14 9,9 22,1

[0,25 ; 0,1] 3,9 7 4 10

l’augmentation de la proportion de perlite dans un substrat augmente le pourcentage de
volume d’air et diminue la rétention d’eau.

Tableau 3 : Paramètres physiques de neuf substrats de culture.

 Densité apparente Porosité Volume Volume
 Substrat (P-TB-TN)
 (kg/m3) total (%) d’air (%) d’eau (%)
 S1 (0-20-80) 115 g 92,4 bc 18,8 e 73,6 b

 S2 (0-50-50) 137 de 90,9 d 13,3 f 77,6 a

 S3 (0-80-20) 153 a 89,8 e 12,3 f 77,5 a

 S4 (25-15-60) 127 f 92,7 b 30,2 d 62,5 c

 S5 (25-60-15) 151 ab 91,1 d 19,7 e 71,4 b

 S6 (50-10-40) 129 ef 93,5 a 46,6 b 46,9 e

 S7 (50-40-10) 149 abc 92,4 bc 35,2 c 57,2 d

 S8 (75-20-5) 141 cd 93,6 a 56,1 a 37,5 f

 S9 (33-33-33) 143 bcd 91,9 c 21,3 e 70,6 b

 Adaptée de López-Galarza et coll., 2010. P : perlite ; TB : tourbe blonde ; TN : tourbe noire
 Les valeurs suivies d’une lettre différente, dans une même colonne, sont significativement différentes à
 P ≤ 0,05.

 Les plantes extraient l’eau présente dans le milieu de culture grâce à leurs racines.
 Moins il y a d’eau dans le substrat de culture, plus l’eau est difficile à extraire par la
 plante. Le potentiel hydrique du sol peut être exprimé en kPa ou selon la hauteur d’une
 colonne d’eau, mais la notation la plus couramment utilisée par les professionnels est
 le pF (Michel, 1998). La valeur pF correspond au logarithme décimal du potentiel
 hydrique du sol (par exemple la valeur pF=1 conforme à un potentiel hydrique de -10
 cm d’eau, −1KPa). La détermination de la courbe de rétention en eau, aussi appelée la
 courbe de pF d’un support de culture, permet de mieux connaître leurs capacités de
 stockage en eau. Elle indique la variation de la teneur en eau du substrat selon le
 potentiel matriciel. La figure 1 présente des courbes de rétention d’eau au début (T0) et
 à la fin d’une expérience selon différentes stratégies d’irrigation (−1KPa, −10 KPa et
 −30 KPa) pour la fibre de coco, l’écorce de pin, la tourbe et la fibre de bois (Michel et
 Kerloch, 2017).

 11

Figure 1 : Courbes de rétention d’eau au début (T0) et à la fin d’une expérience selon
différentes stratégies d’irrigation (−1 kPa, −10 kPa, −30 kPa) pour la tourbe et la fibre de
bois (Michel et Kerloch, 2017).

La conductivité hydraulique saturée, notée Ksat, est la capacité d’un substrat à transporter
l’eau lorsqu’il est plein d’eau. C’est la taille et la distribution des particules du sol qui
détermine la vitesse de déplacement de l’eau (Abad et coll., 2005). En hors-sol, ce
paramètre est calculé selon la loi de Darcy (1958) à partir de l’équation suivante :

 ∆H
Q = × × Où
 
Q = débit (m3/s)
Ksat = conductivité hydraulique saturée (m/s)
A = surface m2
ΔH = Gradient hydraulique
L = hauteur de l’échantillon
En culture hors-sol, la conductivité hydraulique saturée est un indicateur de la capacité de
drainage d’un substrat après une irrigation. Toutefois, chaque milieu de culture possède une
conductivité hydraulique propre, qui peut varier entre le début et la fin de la culture à cause
du développement racinaire et la dégradation ou la compaction du substrat. Le tableau 4

 12

montre la variation de la conductivité hydraulique entre le début (28 mars) et la fin (9
septembre) de l’expérience de quatre substrats de culture.

Tableau 4 : Evolution de la conductivité hydraulique saturée de la fibre de coco, de l'écorce
de pin, de la tourbe et de la fibre de bois, au début (T0) et à la fin (Tfinal) de la culture.

 Conductivité hydraulique
Substrat
 saturée (10-2 cm/s)

 T0 1,36
Fibre de coco
 T final 0,94

 T0 0,15
Ecorce de pin
 T final 0,47

 T0 0,03
Tourbe
 T final 0,19

Fibre de bois T0 0,63

 T final 0,98

Adapté de Kerloch et Michel (2015).

1.2.2.2. Les propriétés chimiques des substrats

En plus des propriétés physiques, un substrat de culture doit posséder des propriétés
chimiques appropriées et il doit être également exempt de contaminants. Les paramètres
chimiques les plus importantes sont le pH, la conductivité électrique et la capacité
d’échange cationique (CEC).

Le pH du sol joue un rôle important au niveau de la disponibilité et l’absorption des
éléments nutritifs (macro- et micronutriments) au niveau de la zone racinaire (Milosevic et
coll., 2009 ; Gruda et coll., 2013 ; Pokhrel et coll., 2015). Bien que les plantes possèdent
des exigences de pH différentes en hors-sol, le pH optimal pour la majorité des espèces
végétales se situe entre 5,5 et 6,5 (Gruda et coll., 2013). Pour la culture de la fraise hors-sol,
le pH optimal est de 5,8 (Coquelet et coll., 2003 ; Guérineau, 2003 ; Milosevic et coll.,
2009). Un pH supérieur à 6,5 influence la croissance des racines et la disponibilité des

 13

nutriments (Hargreaves et coll., 2008) et peut provoquer une diminution de la productivité
(Pokhrel et coll., 2015).

La conductivité électrique (CE) d’un substrat est un indicateur de la concentration totale en
ions dissous dans la solution. Souvent, les substrats de culture ayant plus de macropores
permettent une lixiviation rapide et efficace, de sorte que la CE dans la solution de culture
peut être contrôlée. En effet, la CE dans la zone racinaire des plantes cultivées hors-sol peut
être inférieure à celle des plantes cultivées dans le sol dans des conditions d'irrigation
similaires. Pour la culture hors-sol du fraisier, la CE dépend essentiellement des stades
phénologiques de la plante, du climat et du substrat (Guérineau, 2003 ; Coquelet et coll.,
2003). D’après Coquelet et coll. (2003), la CE de la solution d’apport doit être de 1 mS/cm
en phase végétative et de 0,7 mS/cm en phase de floraison et fructification.

La capacité d'échange cationique (CEC) est une mesure de la capacité d’un milieu de
croissance à adsorber les cations échangeables disponibles pour la plante et à résister à la
lixiviation des nutriments pendant l'arrosage (Maher et coll., 2008). Elle est généralement
exprimée en centimoles par kg de matière sèche (cmol /kg). Les CEC de certains substrats
horticoles inorganiques et organiques sont présentés dans le tableau 5, ces valeurs
représentent la mesure des capacités d’échanges cationiques de matériaux intacts avant
utilisation (Silber, 2008).
Tableau 5: Capacité d'échange cationique (CEC) des substrats organiques et inorganiques.

 CEC (cmol /kg)
Substrats inorganiques
Perlite 25-35
Laine de roche 34
Zéolite 200-400
Substrats organiques
Fibre de coco 39-60
Tourbe 90-140
Écorce de pin 98
Compost 160-180
Adapté de Silber. (2008).

 14

1.2.2.3. Les propriétés biologiques des substrats

Les milieux de culture sont généralement évalués en fonction de leurs propriétés physiques
et chimiques, mais aussi selon leurs propriétés biologiques. Parmi les propriétés
biologiques d’un milieu de culture, on retrouve la stabilité, l’absence des agents pathogènes
et des mauvaises herbes et l’immobilisation des éléments nutritifs (Prasad et Maher, 2004 ;
Barrett et coll., 2016). Les milieux de culture surtout de nature organique sont souvent
soumis au développement des microorganismes qui peuvent entraîner des modifications
physiques indésirables (Nash et Laiche., 1981 ; Prasad et Maher, 2004). Les changements
des propriétés d’un substrat sont appelés « instabilités ». Cette instabilité des milieux de
culture peut être évaluée par la mesure directe de l'activité microbienne (Verhagen, 2009).
Certains des problèmes majeurs de l’instabilité des milieux de culture peuvent être résolus
en mélangeant les substrats de nature organiques avec des composants plus stables comme
les substrats de nature inorganiques (Gruda et coll., 2000). Lorsque les microorganismes
décomposent les composés carbonés dans les matériaux organiques, ils consomment les
nutriments disponibles pour les plantes, ce qui peut être susceptible de nuire au
développement des plantes. Finalement, un support de culture doit être exempt des agents
pathogènes et des mauvaises herbes.

 1.3.Effet de la culture hors-sol sur le rendement, la croissance et la qualité des
 fruits

L’expansion rapide de la culture hors-sol dans le monde au cours de ces dernières années
peut être attribuée à leur indépendance vis-à-vis du sol et aux problèmes qui lui sont
associés, à savoir la présence d’agents pathogènes du sol et son épuisement. Ce type de
culture permet aussi d’augmenter la productivité, d’améliorer la croissance ainsi que la
qualité des fruits (Recamales., 2007 ; Palencia et coll., 2016 ; Wang et coll., 2016 ;
Martinez et coll., 2017 ; Alsmairat et coll., 2018). D’après Barrett et coll. (2016), la culture
hors-sol est reconnue pour sa capacité à soutenir une production de plantes efficace et
intensive. De plus, ce système de culture se caractérise par leur plus grande efficacité
d'utilisation de l'eau et des éléments nutritifs et leur capacité de produire des rendements
plus élevés par rapport à la culture traditionnelle en plein sol (Raviv et coll., 2002).

 15

Des études ont comparé la productivité des plantes cultivées hors-sol à celle des plantes
cultivées de manière plus traditionnelle et ont trouvé des différences significatives en
faveur des premières. Par exemple, Martinez et coll. (2017) ont démontré que le rendement
et la taille des fruits étaient plus élevés de 51 % et 6 % pour les plantes cultivées sur un
substrat à base de fibre de coco par rapport aux fraisiers cultivés en plein sol. Aussi,
Palencia et coll. (2016) ont observé des rendements élevés de fraises dans des systèmes de
culture hors-sol avec des milieux de culture de fibres de coco. Selon Alsmairat et coll.
(2018), les plantes de fraisiers cultivées sur un substrat coco-perlite (4 : 1 v/v) présentent un
taux de photosynthèse, une transpiration, et une fermeté des fruits plus élevés, alors que
celles cultivées sur le substrat tourbe-perlite (4 : 1 v/v) présentent un rendement, un nombre
de fruits ainsi qu’un calibre en fruits plus élevés par rapport aux autres substrats, 1) 100%
tuf, 2) coco-perlite, 3) coco-tuf et tourbe-tuf.

La croissance et le développement des plantes sont influencés par les milieux de culture et
leurs caractéristiques (Alsmairat et coll., 2018). Les propriétés physiques telles que le
drainage, l'aération, la diffusion des gaz et la rétention d'eau sont les composantes qui
conduisent à une saine croissance des plantes. Par ailleurs, la disponibilité des éléments
nutritifs dans le substrat influence le développement des racines (Leskovar et Othman,
2016). Par exemple, la disponibilité des nitrates et du phosphore dans les substrats de
culture détermine l'architecture et le développement du système racinaire (Linkohr et coll.,
2002). Toutefois, une forte teneur en nitrates dans un milieu de culture diminue la longueur
et la surface du système racinaire (Leskovar et Othman, 2016). Plusieurs études ont montré
que la croissance et la biomasse des plantes cultivées en hors-sol étaient plus élevées que
les plantes cultivées en plein sol. Selon Wang et coll. (2016) la biomasse sèche des plants
de fraisier cultivées sur un substrat de fibre de coco et de tourbe-écorce de riz ont été plus
élevées de 33% et 48 %, respectivement, par rapport aux plantes cultivées en plein sol. De
plus, Taghavi et coll. (2017) ont montré que la surface foliaire des plants cultivées sur un
substrat à base d’écorce de bois était trois fois plus élevée que celle de plantes cultivées sur
un substrat à base de sable.

 16