Faire la lumière sur l'horloge circadienne de l'épinoche à trois épines - Mémoire Marie-Pier Brochu Maîtrise en biologie - avec mémoire

Faire la lumière sur l’horloge circadienne de l’épinoche
 à trois épines

 Mémoire

 Marie-Pier Brochu

 Maîtrise en biologie - avec mémoire
 Maître ès sciences (M. Sc.)

 Québec, Canada

 © Marie-Pier Brochu, 2021

Faire la lumière sur l’horloge circadienne de l’épinoche
 à trois épines

 Mémoire

 Marie-Pier Brochu

 Sous la direction de :

 Nadia Aubin-Horth, directrice de recherche

Résumé
L’horloge circadienne est un système interne présent chez presque tous les organismes
vivants et permettant de coordonner les fonctions biologiques entre elles et avec
l’environnement. Dans les dernières décennies, l’horloge circadienne a majoritairement été
étudiée en laboratoire à l’aide d’organismes modèles. Les connaissances concernant
l’importance fonctionnelle et l’évolution des rythmes circadiens en nature sont donc limitées.
L’épinoche à trois épines (Gasterosteus aculeatus) montre plusieurs caractéristiques
intéressantes pour étudier l’horloge circadienne du point de vue de l’écologie et de
l’évolution. Toutefois, ses rythmes circadiens n’ont presque jamais été étudiés et l’existence
d’une horloge circadienne n’a jamais été démontrée chez cette espèce. À l’aide d’épinoches
sauvages que nous avons rapportées au laboratoire, nous avons donc étudié l’horloge
circadienne de cette espèce aux niveaux comportemental et moléculaire. Notre premier
objectif était de déterminer si le rythme journalier de l’activité locomotrice est contrôlé par
l’horloge circadienne. En quantifiant l’activité locomotrice sous un cycle lumière-noirceur
(LD) et en noirceur constante (DD), nous avons montré que les épinoches ont bel et bien
une horloge circadienne, mais que l’activité est faiblement contrôlée par celle-ci. Notre
deuxième objectif était de déterminer la phase de l’activité des épinoches en LD. Nos
résultats indiquent qu’elles sont majoritairement nocturnes, mais nous avons aussi observé
une grande variation interindividuelle. Notre troisième objectif était de décrire l’oscillation
moléculaire circadienne de cinq gènes de l’horloge (bmal1a, clock1b, clock2, per1b et cry1b)
dans le cerveau des épinoches en DD en utilisant la PCR quantitative en temps réel. Nous
n’avons pas détecté de rythmicité circadienne dans l’expression des gènes, ce qui pourrait
soit indiquer que l’oscillateur moléculaire est très dépendant de la lumière ou qu’il y avait
bel et bien une oscillation, mais que nous avons été incapables de la détecter. Dans
l’ensemble, notre étude permet de mieux comprendre le rôle et les mécanismes de l’horloge
circadienne chez l’épinoche et ouvre la voie à une exploration plus approfondie des rythmes
circadiens chez cette espèce.

 ii

Abstract
The circadian clock is an internal timekeeping system shared by almost all living organisms.
In the last decades, the circadian clock has been mostly studied with model organisms in
the laboratory, so knowledge about the functional importance and evolution of circadian
rhythms in natural environments is limited. The threespine stickleback (Gasterosteus
aculeatus) shows many interesting characteristics to study the circadian clock from an
ecological and evolutionary perspective. However, its circadian rhythms have hardly ever
been studied and the existence of a circadian clock has never been demonstrated in this
species. In this study, using wild-caught threespine sticklebacks, we investigated the
circadian clock of this species at the behavioral and molecular levels. Our first objective was
to determine if the daily rhythm of locomotor activity is under circadian clock control. By
quantifying locomotor activity in individual fish under a light-dark cycle (LD) and under
constant darkness (DD), we showed that sticklebacks own an internal timekeeping system,
but that locomotor activity is only weakly controlled by the clock. Our second objective was
to determine the phase of activity of sticklebacks under LD. Our results indicate that they
are mostly nocturnal, but we also observed large inter-individual variation. Our third objective
was to describe the circadian molecular oscillation of five clock genes (bmal1a, clock1b,
clock2, per1b and cry1b) in the brain of sticklebacks under DD using quantitative real-time
PCR. We reported a lack of circadian rhythmicity for the five genes, which could either
indicate that the clock molecular oscillator is highly light-dependent or that there was an
oscillation but that we were unable to detect it. Overall, our study allows a better
understanding of the role and mechanisms of the stickleback circadian clock and paves the
way for further exploration of circadian rhythms in this species.

 iii

Table des matières

Résumé .................................................................................................................................. ii
Abstract ................................................................................................................................ iii
Table des matières .............................................................................................................. iv
Liste des tableaux ................................................................................................................ v
Liste des figures .................................................................................................................. vi
Liste des abréviations ........................................................................................................ vii
Remerciements .................................................................................................................... ix
Avant-propos ....................................................................................................................... xi
Introduction ........................................................................................................................... 1
 Les rythmes biologiques ................................................................................................. 1
 L’horloge circadienne ..................................................................................................... 3
 Les limites des organismes modèles ............................................................................. 9
 L’épinoche à trois épines : une nouvelle espèce pour étudier l’horloge circadienne .. 10
 Que savons-nous sur les rythmes journaliers de l’épinoche ? .................................... 11
 Objectifs et hypothèses du projet ................................................................................. 13
 Approches techniques .................................................................................................. 15
Chapitre 1: Shedding Light on the Threespine Stickleback Circadian Clock ............. 17
 1.1 Résumé ...................................................................................................................... 18
 1.2 Abstract....................................................................................................................... 19
 1.3 Introduction ................................................................................................................. 20
 1.4 Materials and methods ............................................................................................... 23
 1.5 Results ........................................................................................................................ 28
 1.6 Discussion .................................................................................................................. 30
 1.7 Acknowledgments ...................................................................................................... 37
 1.8 Tables ......................................................................................................................... 38
 1.9 Figures ........................................................................................................................ 41
Conclusion .......................................................................................................................... 48
 Limites de l’étude .......................................................................................................... 49
 Les prochaines questions............................................................................................. 51
Bibliographie ....................................................................................................................... 53
Annexe 1 .............................................................................................................................. 64

 iv

Liste des tableaux
Table 1: The four core genes of the transcription-translation feedback loop (TTFL) of the
clock molecular oscillator in mammals, the zebrafish and the stickleback and the references
for the phylogenetic analyses. The five stickleback genes that we investigated in this study
are in bold in the table ………………………………………………………………………...…. 38
Table 2: Characteristics of the primers used to quantify clock gene expression. Gene name,
transcript sequence accession number from the Ensembl Genome Browser (Ensembl
Transcript ID), forward and reverse primer sequences, qPCR amplicon size in base pairs
(bp) and efficiency of the primer pair (%) ……………………………………………………… 39
Table 3: Characteristics of the primers used in the search for the optimal reference gene.
Gene name, transcript sequence accession number from the Ensembl Genome Browser
(Ensembl Transcript ID), forward and reverse primer sequences, qPCR amplicon size in
base pairs (bp), efficiency of the primer pair (%) and reference if primer sequences were
previously published. Using the NormFinder software, ubc was identified as the most stable
gene between time points and was used as the reference gene (shown in bold) ………… 40

 v

Liste des figures
Figure I : La boucle rétroactive de transcription et de traduction de l’oscillateur moléculaire
circadien dans une cellule ……………………………………………………………………..... 5
Figure 1: Experimental design …………………………………………………………………. 41
Figure 2: Under LD, sticklebacks display significant daily rhythmicity, but show variable
activity patterns ………………………………………………………………………………….. 42
Figure 3: Under DD, most individuals are arrhythmic and only a few individuals show
circadian rhythmicity …………………………………………………………………………….. 43
Figure 4: Under LD, sticklebacks are mostly nocturnal but show large inter-individual
variation in the phase of activity ………………………………………………………….…….. 44
Figure 5: Under LD, sticklebacks show large inter-individual variation in the total daily
activity …………………………………………………………………………………………….. 45
Figure 6: Under LD, the most nocturnal fish are also the least active ……………..……… 46
Figure 7: The expression of clock genes does not significantly vary during a 24-hour period
in the brain of sticklebacks in DD ………………………………………………………………. 47
Figure S1: Position of the infrared photoelectric sensor on an experimental tank ……….. 64
Figure S2: Sensors position optimization …………………………………………….………. 65
Figure S3: Sticklebacks are less active during the light phase in LD than during the
subjective light phase in DD ……………………………………….…………….……………... 66

 vi

Liste des abréviations
bp – base pairs
cDNA – complementary deoxyribonucleic acid
Cq – quantification cycle
DD – dark-dark
DNase – deoxyribonuclease
h – hour
ID – identification
IDH – isocitrate dehydrogenase
LED – light emitting diode
LD – light-dark
min – minute
ng – nanogram
NSC – noyau suprachiasmatique
PCR – polymerase chain reaction
qPCR – quantitative real-time PCR
RIN – RNA integrity number
RNA – ribonucleic acid
s – second
SCN – suprachiasmatic nucleus
SEM – standard error of the mean
TTFL – transcription-translation feedback loop
µL, L – microliter, liter
µM, nM – micromolar, nanomolar
°C – degree Celsius

 vii

À ma mère Diane et à mon père Jules

viii

Remerciements
J’aimerais avant tout remercier ma directrice de recherche, Nadia Aubin-Horth. Nadia m’a
fait entièrement confiance pour étudier un nouveau sujet dans son laboratoire : l’horloge
circadienne. Elle m’a encouragée à sortir des sentiers battus et à poser de nouvelles
questions sur un vieux modèle (l’épinoche à trois épines), ce qui a mené à plusieurs belles
expériences et découvertes. Encore plus important, Nadia a marché à mes côtés tout au
long de ce périple scientifique, que ce soit pour tenter (sans succès) de trouver la glande
pinéale dans un minuscule cerveau d’épinoche, pour échantillonner des poissons sur le
terrain ou pour me conseiller abondamment sur les manipulations de biologie moléculaire.
Merci Nadia d’avoir été une directrice de recherche exceptionnelle.

Ensuite, j’aimerais remercier Nicolas Cermakian qui a pris le temps de discuter avec moi de
mon projet à plusieurs reprises. Ce fut très rassurant d’obtenir les conseils d’un expert dans
le domaine de la chronobiologie.

Un merci tout spécial à Dany Turcotte de la compagnie Westburne qui m’a grandement
aidée à trouver le bon modèle de capteur pour mesurer l’activité de nos poissons et qui a
bénévolement offert de son temps pour programmer le contrôleur.

De plus, un grand merci à tous les membres du Laboratoire de Recherches en Sciences
Environnementales et Médicales (LARSEM) de l’Université Laval qui veillent au bien-être
des poissons et qui gèrent les installations aquatiques de notre centre de recherche. Je
vous suis très reconnaissante pour toute l’aide technique que vous m’avez apportée et pour
votre intérêt envers mon projet.

Merci également à Julie Turgeon, Nicolas Cermakian et Nadia qui ont accepté d’évaluer ce
mémoire. Vos commentaires et suggestions seront grandement appréciés.

 ix

J’aimerais aussi remercier les membres du laboratoire Aubin-Horth qui m’ont tous aidée à
de nombreuses reprises durant ma maîtrise et que j’ai eu beaucoup de plaisir à côtoyer
pendant quelques années. Merci à Florent Sylvestre, Verônica A. Alves, Chloé S. Berger et
Sann Delaive pour leurs commentaires sur mes présentations orales et sur ce manuscrit.
J’ai également une pensée toute spéciale pour Verônica A. Alves et Morgane Philippe qui
m’ont aidée avec le travail de terrain et pour Sann Delaive qui a accepté de se lever en plein
milieu de la nuit pour m’assister lors des dissections.

Finalement, je n’aurais pas pu terminer cette maîtrise sans le soutien et l’amour
inconditionnel de ma famille et de mes amis. Merci à ma mère Diane, à mon père Jules, à
mon frère Raphaël, à mes merveilleuses amies Rébecca, Karine et Jennifer, à mes
biologistes préférés Mireille et Louis-Philippe, à mes amis du Club l’Épaulé et à tous ceux
que j’oublie. Une mention spéciale à ma maman qui est ma correctrice de toujours et qui,
depuis le début de mes études universitaires, a lu tous mes travaux et demandes de bourse
avec beaucoup d’attention. Merci aussi à mon amoureux Yohan qui m’a soutenue sans
relâche dans mon aventure aux cycles supérieurs et qui a été à mes côtés dans les bons
comme dans les moins bons moments. Merci à tous, je vous aime.

 x

Avant-propos
Le chapitre principal de ce mémoire est présenté sous forme d’article scientifique et est
intitulé « Shedding Light on the Threespine Stickleback Circadian Clock ». Cet article sera
éventuellement soumis à la revue Journal of Experimental Biology.

M.-P.B. a conçu le projet avec la contribution de N.A.-H. M.-P.B. a réalisé les expériences
et analysé les données. M.-P.B. et N.A.-H. ont écrit le manuscrit.

Auteurs : Marie-Pier Brochu et Nadia Aubin-Horth

 xi

Introduction

Les rythmes biologiques

Plusieurs comportements et processus physiologiques des organismes vivants sont
rythmiques. Ces rythmes biologiques peuvent être induits par des cycles environnementaux
qui sont eux-mêmes engendrés par la relation de la Terre avec le Soleil et la Lune (Refinetti
2008). Par exemple, la révolution annuelle de la Terre autour du Soleil et l’inclinaison de
son axe de rotation causent les saisons et engendrent les rythmes circannuels, c’est-à-dire
les rythmes qui ont une période approximative d’un an. Parmi ceux-ci, les rythmes
migratoires, d’hibernation et de reproduction sont bien connus (Helm & Lincoln 2017). De
plus, la rotation journalière de la Terre génère l’alternance entre le jour et la nuit, créant les
rythmes circadiens (du latin circa diem, environ un jour). Le rythme de sommeil-éveil chez
les humains et chez plusieurs animaux est certainement un des exemples les mieux établis
de rythme circadien (Keene & Duboue 2018). De son côté, l’attraction gravitationnelle que
la Lune exerce sur les masses d’eau produit les marées et engendre des rythmes
circatidaux, c’est-à-dire des rythmes d’environ une demi-journée lunaire (12,4 h), dans le
comportement de plusieurs espèces aquatiques occupant la zone intertidale (Tessmar-
Raible et al. 2011). L’influence de la Lune sur la Terre provoque également, chez certaines
espèces marines, des rythmes circalunaires et circasemilunaires correspondant à un cycle
lunaire (29,5 jours) et à un demi-cycle lunaire (14,8 jours), respectivement. Ces deux types
de rythmes sont surtout impliqués dans les événements de reproduction comme la ponte
en masse des coraux (Tessmar-Raible et al. 2011).

Tous ces cycles environnementaux créent une alternance prévisible entre des périodes
favorables et moins favorables pour les organismes vivants. Les rythmes biologiques sont
donc une réponse des organismes pour tirer profit – ou pour limiter les effets négatifs – de
chaque période. Par exemple, dans les régions tempérées, plusieurs animaux profitent de
l’été pour faire des réserves d’énergie et se reproduire alors que leurs activités sont
beaucoup plus limitées pendant la saison froide (Foster & Kreitzman 2009). De façon
similaire, les espèces diurnes recherchent de la nourriture et des partenaires sexuels le jour
alors qu’elles se mettent à l’abri la nuit parce que leur système sensoriel est moins adapté
pour l’exploitation de cette niche temporelle (Hut et al. 2012). En zone intertidale, certains

 1

crustacés exploitent la marée basse pour trouver de la nourriture et s’enfouissent dans le
sable à l’abri des prédateurs lorsque la marée monte à nouveau (de la Iglesia & Hsu 2010).

La caractéristique commune des rythmes circannuels, circadiens, circatidaux et
circalunaires est qu’ils ne constituent pas simplement une réponse directe à un
environnement donné, mais bien qu’ils permettent aux organismes vivants d’anticiper les
événements cycliques. En effet, l’arrivée d’une nouvelle saison, le début du jour et le
changement de marée étant prévisibles, les individus peuvent se préparer à ces
événements. Cette anticipation est essentielle, notamment parce que les changements
comportementaux, physiologiques et même morphologiques qui surviennent au cours d’un
cycle peuvent prendre plusieurs heures, jours ou mois à se mettre en place. C’est d’ailleurs
ce qui rend les rythmes biologiques aussi intéressants : la notion d’anticipation implique que
les organismes vivants possèdent un ou plusieurs mécanismes endogènes pour garder une
trace du temps. L’existence de telles horloges internes n’est plus à prouver, bien que, pour
certains types de rythmes, les mécanismes exacts de chronométrage ne soient pas encore
entièrement compris. Généralement, démontrer l’origine endogène d’un rythme est assez
simple. Il suffit de sélectionner des organismes qui sont rythmiques dans leur milieu naturel,
de les exposer à un environnement constant en laboratoire, par exemple en conditions de
noirceur et de température constante, et de vérifier s’ils conservent leur rythmicité. C’est de
cette manière que des études pionnières en chronobiologie ont dévoilé l’origine endogène
des rythmes circannuels (ex. : Pengelley & Fisher 1957, Gwinner & Dittami 1990), circadiens
(ex. : Richter 1922, Aschoff & Wever 1962), circatidaux (ex. : Isaac & Jarvis 1973, Beentjes
& Williams 1986) et circalunaires (ex. : Hauenschild 1960, Neumann 1966). Lorsqu’un
comportement ou un processus physiologique conserve sa rythmicité en conditions
constantes, la période du rythme (c.-à-d. la durée d’un cycle) est en libre cours et peut soit
être un peu plus longue ou un peu plus courte que la période en conditions normales. La
période libre cours correspond à la véritable période de l’horloge interne (Floessner & Hut
2017). C’est d’ailleurs pour cette raison que seuls les rythmes qui ont une origine endogène
sont qualifiés de « circa » (« environ » en latin). Par exemple, un rythme journalier n’est pas
nécessairement circadien, c’est-à-dire qu’il n’est pas nécessairement contrôlé par une
horloge interne. En chronobiologie, lorsqu’un individu répond directement à son
environnement sans qu’une horloge interne ne soit impliquée, on dit que le signal
environnemental a un effet masquant sur l’organisme (Mrosovsky 1999). L’effet masquant

 2

correspond donc à une simple synchronisation d’un comportement ou d’un processus
physiologique par l’environnement. Lorsqu’un mécanisme interne est impliqué, on dit plutôt
qu’il y a entraînement du rythme en question par le signal environnemental (Bittman 2020).

L’horloge circadienne

Parmi les rythmes biologiques, les rythmes circadiens sont sans contredit les plus étudiés.
En raison de leur période de 24 h, ils sont plus pratiques à observer que les rythmes
circannuels. Ils sont également beaucoup plus communs que les rythmes circatidaux ou
circalunaires. En fait, les rythmes circadiens sont présents chez la plupart des organismes
vivants. Des cyanobactéries aux animaux en passant par les plantes et les champignons,
presque toutes les formes de vie peuvent présenter de la rythmicité circadienne (Bhadra et
al. 2017). De plus, la perturbation des rythmes circadiens est reliée à plusieurs problèmes
de santé chez les humains. Notamment, un décalage entre le rythme circadien interne et
l’environnement, qui survient par exemple lors du travail de nuit, est associé à un risque
plus élevé de développer un cancer (Pariollaud & Lamia 2020).

Le système endogène responsable des rythmes circadiens est aujourd’hui bien connu : il
s’agit de l’horloge circadienne. Le cœur de l’horloge circadienne est constitué d’un
oscillateur moléculaire qui a une période intrinsèque d’environ 24 h et qui est autonome au
niveau de la cellule. Depuis que le premier gène de l’horloge a été identifié par clonage
moléculaire chez la drosophile (Drosophila melanogaster) en 1984 (Bargiello et al. 1984,
Bargiello & Young 1984, Reddy et al. 1984, Zehring et al. 1984), notre compréhension des
mécanismes moléculaires circadiens n’a pas cessé de s’améliorer. Nous savons maintenant
que l’oscillateur moléculaire est composé d’une boucle rétroactive de transcription et de
traduction (transcription-translation feedback loop, TTFL) comprenant des éléments
négatifs et positifs (Figure I). Bien que ces éléments peuvent varier entre les règnes du
vivant, le fonctionnement de la TTFL est universel, suggérant une évolution convergente
des mécanismes moléculaires de l’horloge circadienne (Bell-Pedersen et al. 2005). Chez
les mammifères, les protéines BMAL1 (aussi connue sous le nom d’ARNTL) et CLOCK (et
son paralogue NPAS2) sont des éléments positifs. Il est intéressant de noter que BMAL1 a
aussi un paralogue nommé BMAL2 (ou ARNTL2), mais, contrairement à BMAL1, la protéine
BMAL2 n’est pas suffisante pour maintenir l’oscillation moléculaire au niveau cellulaire (Xu

 3

et al. 2015). Les protéines BMAL1 et CLOCK forment un hétérodimère et activent la
transcription des gènes period (per1, per2, per3) et cryptochrome (cry1, cry2) qui codent
pour les protéines PER et CRY, des éléments négatifs. Lorsque les protéines PER et CRY
sont présentes en quantité suffisante dans le cytoplasme, elles forment un complexe avec
d’autres molécules et retournent dans le noyau pour interagir avec BMAL1-CLOCK et
réprimer leur propre transcription. Pendant que la transcription diminue, les niveaux de PER
et CRY déclinent. Lorsque les éléments négatifs ne sont plus présents en quantité
suffisante, l’activité de BMAL1-CLOCK peut reprendre et le cycle se répète (Figure I).
Évidemment, il s’agit d’une description très simplifiée de l’oscillateur moléculaire et plusieurs
articles faisant une revue détaillée des connaissances sont disponibles (ex. : Takahashi
2017, Rosensweig & Green 2020). De plus, malgré qu’il puisse y avoir des différences
fonctionnelles, les gènes impliqués dans l’oscillateur moléculaire mentionnés ci-dessus,
aussi appelés les gènes de l’horloge, sont conservés chez les animaux comme chez les
insectes (Tataroglu & Emery 2015), les poissons (Vatine et al. 2011) et les oiseaux
(Cassone 2014). Lorsqu’on désire étudier l’oscillateur moléculaire d’une cellule, d’un tissu
ou d’un organe, c’est généralement le rythme circadien d’expression des gènes de l’horloge
qui est utilisé, c’est-à-dire qu’on mesure le niveau d’expression des gènes à différents
moments de la journée pendant au minimum un cycle de 24 h (ex. : Mure et al. 2018). On
s’intéresse surtout à l’amplitude (différence entre le niveau moyen d’expression et la valeur
maximale ou minimale de l’expression) et à l’acrophase (moment auquel l’expression est
maximale) du rythme (Refinetti et al. 2007). En règle générale, on s’attend à ce que le niveau
d’expression des gènes qui codent pour les éléments positifs de la TTFL soit en antiphase
avec le niveau d’expression des gènes qui codent pour les éléments négatifs. En d’autres
mots, lorsque l’expression de bmal1 et clock est à son plus haut, l’expression de per et cry
est à son plus bas et vice-versa (Takahashi 2017). Cela dit, il y des exceptions. Par exemple,
l’expression de clock est constante dans certains tissus chez les mammifères (Oishi et al.
1998, Shearman et al. 2000).

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Figure I : La boucle rétroactive de transcription et de traduction de l’oscillateur
moléculaire circadien dans une cellule. Chez les mammifères, les protéines BMAL1 et
CLOCK sont des éléments positifs (en jaune sur la figure) qui forment un hétérodimère et
activent la transcription des gènes period (per) et cryptochrome (cry). Les protéines PER et
CRY sont des éléments négatifs (en bleu sur la figure) qui, lorsqu’ils sont présents en
quantité suffisante dans le cytoplasme, retournent dans le noyau pour interagir avec
BMAL1-CLOCK et réprimer leur propre transcription. Pendant que la transcription diminue,
les niveaux de PER et CRY déclinent. Lorsque les éléments négatifs ne sont plus présents
en quantité suffisante, l’activité de BMAL1-CLOCK peut reprendre et le cycle se répète. Cet
oscillateur moléculaire a une période intrinsèque d’environ 24 h et est autonome au niveau
de la cellule (Takahashi 2017, Rosensweig & Green 2020).

Chez les animaux, l’oscillateur moléculaire est retrouvé dans la plupart des tissus et des
organes (insecte : Plautz et al. 1997, poisson : Whitmore et al. 1998, oiseau : Chong et al.
2003, mammifère : Yoo et al. 2004). Tous ces oscillateurs autonomes doivent donc être
coordonnés pour que l’organisme fonctionne de manière optimale. De plus, bien qu’il ait une
période intrinsèque d’environ 24 h, l’oscillateur moléculaire est entraîné par l’environnement
pour que sa phase et sa période soient en harmonie avec, par exemple, le cycle lumière-

 5

noirceur. Chez les mammifères, la coordination des oscillateurs entre eux et l’entraînement
par l’environnement se font par l’intermédiaire d’un oscillateur maître situé dans
l’hypothalamus, le noyau suprachiasmatique (NSC) (revue dans Reppert & Weaver 2002,
Welsh et al. 2010). Sommairement, les cellules rétiniennes captent les signaux lumineux et
envoient des informations au NSC par le tractus rétinohypothalamique. Les cellules
neuronales du NSC, qui contiennent chacune un oscillateur moléculaire autonome,
interagissent et sont entraînées par l’environnement lumineux. Par l’intermédiaire de
stimulus nerveux et humoraux, le NSC envoie ensuite des signaux aux autres tissus et aux
organes pour coordonner les oscillateurs périphériques et pour que tout l’organisme soit en
harmonie avec le cycle lumière-noirceur. Par exemple, le NSC induit la sécrétion nocturne
de la mélatonine dans la glande pinéale via la noradrénaline qui est libérée par des fibres
nerveuses sympathiques. La mélatonine est importante pour entraîner les rythmes
circadiens de nombreux oscillateurs périphériques puisque ses récepteurs se retrouvent
dans plusieurs tissus. Les récepteurs de la mélatonine se retrouvent aussi dans le NSC; il
peut donc y avoir une rétroaction de la mélatonine en circulation sur l’oscillateur maître
(Pevet & Challet 2011). Ainsi, par l’intermédiaire de la mélatonine et de plusieurs autres
signaux, le NSC entraîne des rythmes circadiens dans les comportements et les processus
physiologiques comme l’activité locomotrice, la pression sanguine, la température
corporelle, la sécrétion d’hormone, le métabolisme, etc. On dit d’ailleurs que le NSC est
l’oscillateur maître de l’horloge circadienne des mammifères puisqu’il est nécessaire et
suffisant pour la génération de plusieurs rythmes circadiens. Par exemple, l’ablation du NSC
élimine les comportements circadiens (Stephan & Zucker 1972, Rusak 1977) alors que sa
transplantation les restaure (Lehman et al. 1987, Ralph et al. 1990).

Les signaux environnementaux pouvant entraîner l’horloge circadienne et les rythmes
circadiens sont appelés des zeitgebers. Le cycle lumière-noirceur est un des zeitgebers
principaux de l’horloge circadienne. Comme expliqué précédemment, l’entraînement des
rythmes circadiens à ce signal environnemental se fait par l’intermédiaire du NSC chez les
mammifères. Cela dit, plusieurs autres zeitgebers peuvent entraîner l’horloge circadienne
indépendamment du NSC. En effet, comme l’oscillateur moléculaire se retrouve dans la
plupart des tissus et des organes, ceux-ci peuvent être entraînés par des signaux non
lumineux. Par exemple, la disponibilité de la nourriture et les glucocorticoïdes peuvent
entraîner les rythmes circadiens dans des organes comme le cœur et le foie (Balsalobre et

 6

al. 2000, Damiola et al. 2000, Stokkan et al. 2001). Les oscillateurs périphériques reçoivent
donc des informations temporelles locales en plus des signaux provenant de l’oscillateur
maître. Il semble également que les oscillateurs périphériques envoient à leur tour des
signaux au NSC, mais les mécanismes permettant cette communication bidirectionnelle
sont encore mal connus (revue dans Richards & Gumz 2012).

Chez les autres animaux, l’organisation hiérarchique de l’horloge circadienne montre
certaines différences importantes par rapport aux mammifères. Chez les oiseaux, il n’y a
pas que le NSC qui joue le rôle d’oscillateur maître : la glande pinéale est également un
oscillateur central du système circadien. Comme chez les mammifères, la glande pinéale
reçoit des signaux nerveux du NSC, mais, en plus, cette structure est photoréceptrice chez
les oiseaux et elle contient un oscillateur moléculaire qui peut être entraîné par la lumière
(Natesan et al. 2002). L’oscillateur moléculaire des cellules de la glande pinéale contrôle
l’expression rythmique du gène qui code pour l’enzyme responsable de la synthèse de la
mélatonine (Bernard et al. 1997a, Bernard et al. 1997b). Ainsi, chez les oiseaux, le rythme
de sécrétion de la mélatonine dans la glande pinéale est contrôlé non seulement par le NSC
(comme chez les mammifères), mais aussi localement par l’environnement lumineux. De
cette façon, les rythmes circadiens des oiseaux peuvent être contrôlés par la glande pinéale
indépendamment du NSC. Cela dit, les interactions entre la glande pinéale et le NSC
semblent essentielles pour la stabilisation et le maintien de l’oscillation circadienne de
chacune de ces structures (revue dans Cassone 2014).

Chez les poissons, un groupe pour lequel les connaissances proviennent en majorité du
poisson-zèbre (Danio rerio), l’organisation de l’horloge circadienne est encore plus
décentralisée que chez les oiseaux. Bien que les poissons possèdent un NSC, il ne semble
pas avoir un rôle d’oscillateur maître, notamment parce qu’il n’est pas nécessaire pour
instaurer l’oscillation moléculaire circadienne chez les embryons de poissons-zèbres
(Noche et al. 2011). Pour ce qui est de la glande pinéale, elle est similaire chez les poissons
et les oiseaux. En effet, la glande pinéale des poissons est photoréceptrice, elle contient un
oscillateur moléculaire indépendant et elle sécrète de la mélatonine (Ekström & Meissl
1997). Cependant, bloquer génétiquement la glande pinéale diminue l’amplitude du rythme
circadien de l’activité locomotrice chez les poissons-zèbres, mais cela n’affecte pas la

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période du rythme d’activité ni le rythme circadien des oscillateurs moléculaires
périphériques (Livne et al. 2016). De plus, une mutation qui élimine la production de
mélatonine chez les poissons-zèbres empêche la régulation circadienne du sommeil, mais
cela ne perturbe pas les autres rythmes circadiens (Gandhi et al. 2015). Ces résultats
suggèrent donc que la glande pinéale n’est pas le seul oscillateur impliqué dans
l’entraînement des rythmes circadiens chez les poissons. D’ailleurs, comme chez les autres
animaux, la plupart des cellules des poissons contiennent un oscillateur moléculaire
autonome (Whitmore et al. 1998). La différence avec les mammifères et les oiseaux est que
tous les tissus et les organes des poissons étudiés jusqu’à maintenant sont sensibles à la
lumière (Whitmore et al. 2000). Ainsi, lorsqu’on place, par exemple, des cellules de cœur
en culture et qu’on les expose à un cycle lumière-noirceur, l’oscillateur moléculaire est
entraîné (Whitmore et al. 2000). On ne sait pas encore exactement comment les cellules
des poissons captent le signal lumineux, mais trois photorécepteurs principaux ont été
proposés jusqu’à maintenant : les opsines non visuelles (Davies et al. 2015), les
cryptochromes (Cermakian et al. 2002) et les oxydases contenant de la flavine (Hirayama
et al. 2007). Le signal lumineux capté par la cellule induit la transcription de gènes de
l’horloge sensibles à la lumière (per2 et cry1a chez le poisson-zèbre) et ainsi entraîne
l’oscillateur moléculaire (Ziv et al. 2005, Tamai et al. 2007). De cette façon, chaque tissu et
chaque organe peut, en théorie, agir comme oscillateur maître et entraîner de façon
indépendante les rythmes circadiens. En réalité, il est plus probable que les rythmes
circadiens émergent des interactions entre plusieurs oscillateurs distribués dans différents
tissus de l’organisme (revue dans Frøland Steindal & Whitmore 2019).

Pour ce qui est des insectes, les connaissances proviennent en grande partie des études
sur la drosophile (Drosophila melanogaster). Comme chez les poissons, des oscillateurs
moléculaires sont présents dans presque tous les tissus de la drosophile et peuvent être
directement entraînés par la lumière (Plautz et al. 1997). Cela dit, un ensemble de neurones
dans le cerveau de la drosophile possède une fonction similaire à celle du NSC des
mammifères. En effet, ces neurones sont nécessaires et suffisants pour entraîner le rythme
circadien de l’activité locomotrice (Renn et al. 1999, Blanchardon et al. 2001, Grima et al.
2004) et sont impliqués à différents niveaux dans le contrôle des rythmes circadiens
physiologiques (ex. : Erion et al. 2016). Certains oscillateurs périphériques semblent
fonctionner de manière indépendante (ex. : Tanoue et al. 2004), mais en général, ils ont un

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certain niveau de dépendance aux oscillateurs dans les neurones du cerveau (revue dans
Dubowy & Sehgal 2017).

Les limites des organismes modèles

Notre connaissance des mécanismes moléculaires et de l’organisation hiérarchique de
l’horloge circadienne a été acquise majoritairement en laboratoire avec l’aide d’organismes
modèles comme la souris (Mus musculus) et d’autres espèces de rongeurs, le poisson-
zèbre (Danio rerio) et la drosophile (Drosophila melanogaster). À une époque où les outils
moléculaires étaient moins accessibles, ces espèces ont été essentielles entre autres pour
étudier la fonction des gènes de l’horloge par l’intermédiaire de manipulations génétiques.
Cependant, les organismes modèles présentent certaines limites, notamment pour
répondre à des questions en écologie et en évolution (Kronfeld-Schor et al. 2013, Schwartz
et al. 2017). Premièrement, ils représentent une très faible diversité d’organismes vivants
qui ont été choisis entre autres parce qu’ils présentaient des rythmes circadiens robustes.
Cela est problématique parce qu’il y a de plus en plus d’évidences suggérant que le rôle de
l’horloge circadienne (c.-à-d. son niveau d’implication dans le contrôle des rythmes
biologiques) peut grandement varier dépendamment de la biologie de l’espèce (revue dans
Bloch et al. 2013, Hazlerigg & Tyler 2019). Par exemple, chez certains herbivores qui
doivent s’alimenter à de nombreuses reprises pendant la journée, les activités quotidiennes
ne sont pas entraînées par l’horloge circadienne, mais présentent plutôt un rythme ultradien,
c’est-à-dire un rythme avec une période plus courte que 24 h (Daan & Slopsema 1978, Liu
et al. 2007). Chez les oiseaux, les périodes de migration sont parfois associées à une
diminution drastique du sommeil et à une perte de rythmicité circadienne pendant plusieurs
jours (Rattenborg et al. 2004, Yadav et al. 2021). Chez les insectes eusociaux, les
différentes castes présentent souvent des rythmes circadiens distincts : les individus qui
prennent soin des larves sont actifs jour et nuit alors que ceux qui recherchent de la
nourriture à l’extérieur de la colonie montrent des rythmes circadiens de l’activité très
robustes (Moore et al. 1998, Mildner & Roces 2017). Deuxièmement, une autre limite des
organismes modèles provient du fait qu’ils sont issus de lignées de laboratoire qui ont été
élevées dans des conditions optimales et contrôlées depuis de nombreuses générations.
Cela n’est pas représentatif du milieu naturel dans lequel les organismes doivent faire face
à plusieurs défis, menaces et opportunités et ajuster leur patron d’activités en conséquence.
Par exemple, certaines espèces changent la phase de leur activité journalière (c.-à-d. le

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moment de la journée pendant lequel elles sont actives) en réponse à la présence de
parasites (Zukl et al. 1993), à la compétition interspécifique (Gutman & Dayan 2005), aux
contraintes thermo-énergétiques (van der Vinne et al. 2014), à la disponibilité de la
nourriture (Ware et al. 2012), aux opportunités d’accouplement (Lesku et al. 2012), au risque
de prédation (Pellman et al. 2015), etc. Ce changement de phase peut être occasionné par
un effet masquant ou par l’entraînement de l’horloge circadienne. Tous ces exemples
soulignent la nécessité de s’intéresser à une grande diversité d’espèces sauvages qui ont
évolué dans des contextes écologiques variés pour mieux comprendre l’importance
fonctionnelle de l’horloge circadienne dans le milieu naturel (c.-à-d. les avantages qu’elle
confère à une espèce dans un environnement donné) et, par le fait même, quelles pressions
de sélection peuvent façonner l’évolution des rythmes circadiens.

L’épinoche à trois épines : une nouvelle espèce pour étudier l’horloge circadienne

L’épinoche à trois épines (Gasterosteus aculeatus) présente des caractéristiques
écologiques et évolutives très intéressantes. À l’origine, ce petit poisson était confiné au
milieu marin, mais lors de la fin de la dernière époque glaciaire, l’épinoche a colonisé à
répétitions de nombreux habitats d’eau douce, menant à une radiation adaptative massive
de l’espèce (Bell & Foster 1994, McKinnon & Rundle 2002). Aujourd’hui, on retrouve des
épinoches en abondance partout à travers l’hémisphère Nord autant en eau douce (lacs,
ruisseaux, marais, rivières) qu’en eau salée en plus des populations anadromes (Fang et
al. 2018). Depuis des dizaines d’années, des chercheurs s’intéressent aux traits qui ont
permis aux épinoches de s’adapter à autant d’habitats variés. Étant donné que la forme
ancestrale marine existe toujours, il est possible d’évaluer quels traits ont évolué récemment
et s’ils sont des adaptations à un milieu particulier. De cette façon, les traits morphologiques,
physiologiques, d’histoire de vie et comportementaux sont largement décrits chez les
différents écotypes d’épinoches (Ostlund-Nilsson et al. 2007). Les bases génétiques de ces
traits sont également de mieux en mieux comprises (ex. : Cresko et al. 2004, Shapiro et al.
2004, Kitano et al. 2010). Or, malgré toute les connaissances que nous avons sur la biologie
de l’épinoche (Bell & Foster 1994, Ostlund-Nilsson et al. 2007), très peu d’informations sont
disponibles sur ses rythmes circadiens. En fait, l’existence d’une horloge circadienne n’a
jamais été démontrée chez cette espèce.

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L’épinoche est une espèce prometteuse pour répondre à des questions d’ordre écologique
et évolutive sur l’horloge circadienne. Comme les écotypes d’épinoches font face à des
environnements très différents (variations dans la présence de prédateurs et de parasites,
le type de nourriture, l’intensité et la composition spectrale de la lumière, etc.), il serait
intéressant d’éventuellement pouvoir comparer leurs rythmes circadiens. On pourrait
évaluer, par exemple, si certains comportements ou processus physiologiques sont plus ou
moins contrôlés par l’horloge circadienne entre les écotypes, s’il y a des différences de
phase dans les rythmes circadiens et si ces variations ont une valeur adaptative dans un
contexte écologique spécifique. D’ailleurs, dans une expérience de jardin commun, il a déjà
été rapporté que le gène de l’horloge cry1ab était surexprimé dans le foie d’épinoches
provenant d’un ruisseau par rapport aux épinoches provenant d’un lac à proximité (Hanson
et al. 2017). La fonction biologique de cette différence n’est pas connue et il faudrait
probablement s’intéresser au rythme circadien d’expression du gène chez les deux
populations pour en apprendre davantage. Néanmoins, ce résultat suggère que les
mécanismes moléculaires circadiens peuvent varier entre les écotypes. De plus, les
épinoches sont faciles à échantillonner en nature et sont assez petites pour être rapportées
en grand nombre au laboratoire et maintenues en captivité lorsque cela est nécessaire, ce
qui est parfois le cas pour déterminer, par exemple, si un rythme biologique est contrôlé par
l’horloge circadienne. Le génome des épinoches est également séquencé et annoté (Jones
et al. 2012, Peichel et al. 2017), ce qui est très utile pour étudier l’oscillateur moléculaire
circadien.

Que savons-nous sur les rythmes journaliers de l’épinoche ?

Au niveau comportemental, nous avons certaines informations sur le rythme journalier
d’activité de l’épinoche dans différents écotypes, mais on ne sait pas si ce comportement
est sous contrôle circadien. En effet, à notre connaissance, les épinoches ont été étudiées
une seule fois en conditions constantes. En utilisant une population anadrome, les auteurs
de cette étude ont montré que la fréquence à laquelle les mâles visitaient leur nid (dans
l’espoir d’y trouver des œufs déposés par une femelle) ne présentait pas de rythme circadien
en lumière constante (Sevenster et al. 1995). Les autres informations que nous avons sur
le rythme journalier d’activité des épinoches ne permettent pas de dire si cette espèce est
diurne ou nocturne ni de mettre en évidence des tendances selon les écotypes. D’un côté,
certaines évidences suggèrent que les épinoches sont diurnes. Notamment, les opsines

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visuelles des épinoches (Rennison et al. 2012) correspondent à celles des poissons diurnes
(Carleton et al. 2020). Des études ont également indiqué que les épinoches étaient
majoritairement actives le jour dans un marais salant (Worgan & FitzGerald 1981), une
rivière (Sjoberg 1985) et un ruisseau (Reebs et al. 1995), mais ces résultats ont été obtenus
à l’aide de données de capture, c’est-à-dire en dénombrant à intervalles réguliers les
poissons capturés dans des burroles pendant quelques jours. Cette méthode peut introduire
plusieurs biais dans les résultats parce que tous les individus n’ont pas nécessairement la
même probabilité d’entrer dans les pièges et parce que les burroles sont statiques,
contrairement aux poissons qui peuvent se déplacer pendant la journée. D’un autre côté,
des auteurs ont observé que certaines épinoches marines s’alimentaient la nuit en
laboratoire (Mussen & Peeke 2001) et que l’activité de ventilation des mâles envers les œufs
dans leur nid était légèrement plus élevée la nuit que le jour dans un marais salant (Reebs
et al. 1984). De plus, les épinoches semblent présenter un rythme journalier de la migration
verticale dans la colonne d’eau d’un lac : elles restent en profondeur durant le jour et sont
actives à la surface durant la nuit (Quinn et al. 2012).

D’un point de vue physiologique, nous savons que le niveau de mélatonine est plus élevé
la nuit que le jour dans le sang, le cerveau, les yeux, la peau et les reins des épinoches
(Mayer et al. 1997, Kulczykowska et al. 2017, Pomianowski et al. 2020). Cette même
variation journalière est observée chez tous les autres vertébrés, qu’ils soient diurnes ou
nocturnes (Challet 2007, Falcón et al. 2009). Ce résultat montre donc que les épinoches
sont similaires aux autres vertébrés concernant le rythme de sécrétion de la mélatonine,
mais ne nous donne pas d’information sur le contrôle potentiel de l’horloge circadienne. En
effet, l’enzyme qui s’occupe de la synthèse de la mélatonine peut être contrôlée directement
par la lumière sans l’intervention de l’oscillateur moléculaire (Falcón et al. 2009). Ainsi,
comme le niveau de mélatonine a été mesuré alors que les épinoches étaient exposées à
un cycle lumière-noirceur, on ne peut pas savoir s’il y a un contrôle endogène de cette
hormone.

Au niveau moléculaire, il a été démontré que l’expression des gènes per1b et clock1b variait
significativement au cours d’une journée dans le foie d’épinoches exposées à un cycle
lumière-noirceur en laboratoire (Prokkola et al. 2015). Ce résultat suggère qu’il y a un

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